Lisi ultrasonica di E. Coli
- I batteri E. coli sono i batteri più comunemente utilizzati in microbiologia e biotecnologia.
- I disgregatori cellulari a ultrasuoni forniscono risultati affidabili e riproducibili per la lisi di E. coli.
- Le forze di cavitazione e di taglio, intense ma controllabili con precisione, producono un'interruzione completa e un'elevata resa di estrazione (ad es. proteine, DNA).
Perché la distruzione cellulare di E. coli con gli ultrasuoni è il metodo preferito?
Gli omogeneizzatori a ultrasuoni o gli ultrasuoni a sonda offrono diversi vantaggi per la lisi di E. coli, in quanto gli ultrasuoni intensi disgregano efficacemente le pareti e le membrane cellulari. Gli ultrasonici a sonda sono ampiamente utilizzati per la lisi di E. coli per i seguenti motivi:
L'estrazione di proteine da cellule di E.coli viene eseguita in modo efficiente con il sistema Sonda a ultrasuoni UP200St
L'ultrasuonatore a sonda offre molti vantaggi per la lisi di E. coli. Il controllo affidabile e preciso dei parametri del processo a ultrasuoni consente di ottimizzare i parametri operativi come la potenza, la durata e la manipolazione del campione per ottenere i risultati desiderati.
Analisi elettroforetiche del DNA genomico di E. coli EDL933 sottoposto a ultrasuoni da 0 a 15 minuti. L indica la DNA Ladder.
(studio e immagine: ©Basselet et al. 2008)
Distruzione cellulare mediante cavitazione a ultrasuoni
Gli omogeneizzatori a ultrasuoni funzionano con circa 20.000 cicli al secondo (a 20 kHz) e provocano la cavitazione nei liquidi o nelle sospensioni. La cavitazione acustica crea aree microscopiche di pressioni simili al vuoto e temperature elevate che lacerano le cellule. Sebbene le temperature possano raggiungere diverse migliaia di gradi Celsius, i volumi di cavitazione sono così piccoli da non riscaldare il processo in modo significativo. La cavitazione acustica e le forze di taglio generate dagli ultrasuoni perforano o rompono la membrana cellulare di cellule batteriche come l'E.coli. Gli ultrasuonatori Hielscher consentono un controllo preciso dei parametri di processo, come l'intensità degli ultrasuoni, l'ampiezza, l'energia immessa e la temperatura. In questo modo, il processo di lisi a ultrasuoni può essere regolato in modo ottimale in base al tipo di cellula, alla coltura cellulare e all'obiettivo del processo.
- controllo preciso della lisi (intensità, ampiezza, temperatura)
- risultati affidabili e riproducibili
- adattamento ottimale a campioni specifici
- Controllo della temperatura
- per campioni da molto piccoli a molto grandi (da µL a litri)
- Trattamento puramente meccanico
- Funzionamento facile e sicuro
- scalabilità lineare dal laboratorio alla produzione
VialTweeter per la lisi ad ultrasuoni
Omogeneizzatore a ultrasuoni vs altre tecniche di lisi
Mentre la lisi chimica ed enzimatica può essere problematica – poiché la lisi chimica può alterare la struttura delle proteine e creare problemi di purificazione, mentre la lisi enzimatica richiede lunghi tempi di incubazione e non è riproducibile. – La disgregazione a ultrasuoni è un metodo di disgregazione cellulare sofisticato e veloce.
La lisi a ultrasuoni si basa esclusivamente su forze meccaniche. Non vengono aggiunte sostanze chimiche, la sonicazione rompe la parete cellulare mediante forze di taglio. La lisi chimica può alterare la struttura delle proteine e creare problemi di purificazione. La disgregazione enzimatica richiede lunghi tempi di incubazione e non è riproducibile. L'interruzione cellulare a ultrasuoni delle cellule del batterio E.coli è rapida, semplice, affidabile e riproducibile. Per questo motivo gli ultrasonici Hielscher sono utilizzati nei laboratori biologici e biochimici di tutto il mondo per la preparazione dei campioni, la preanlisi, la diagnostica in vitro e i numerosi saggi.
Raccomandazioni generali per la lisi a ultrasuoni
La sonicazione è la tecnica più diffusa per lisare quantità molto piccole, medie e grandi di sospensioni cellulari. – da pico-litri fino a 100L/ora (utilizzando una cella a flusso ultrasonico). Le cellule vengono lisate mediante taglio e cavitazione del liquido. Anche il DNA viene tagliato durante la sonicazione, quindi non è necessario aggiungere DNasi alla sospensione cellulare.
Controllo della temperatura durante la lisi ultrasonica di E.coli
Raffreddando preventivamente il campione e mantenendolo in ghiaccio durante la sonicazione, è possibile evitare facilmente la degradazione termica del campione.
Idealmente, i campioni dovrebbero essere mantenuti freddi come il ghiaccio durante la lisi, ma per la maggior parte dei campioni è sufficiente che la temperatura non superi quella della coltura o del tessuto di partenza. Pertanto, si raccomanda di mantenere la sospensione in ghiaccio e di sonicare con brevi impulsi ultrasonici di 5-10 secondi e pause di 10-30 secondi. Durante le pause, il calore può essere dissipato per ristabilire una bassa temperatura. Per campioni cellulari più grandi, sono disponibili vari reattori a cella a flusso con camicie di raffreddamento.
Leggete qui i consigli e le raccomandazioni dettagliate per una lisi ad ultrasuoni di successo!
Protocolli per la preparazione a ultrasuoni di lisati di E. Coli
I ricercatori utilizzano gli omogeneizzatori a ultrasuoni Hielscher per la lisi delle cellule di E. coli. Di seguito sono riportati vari protocolli testati e collaudati per la lisi di E.coli utilizzando gli omogeneizzatori a ultrasuoni Hielscher per varie applicazioni relative all'E.coli.
Crescita cellulare, reticolazione e preparazione di estratti cellulari di E. coli con gli ultrasuoni
Per il ChIP-Chip SeqA e RNA polimerasi E. coli MG1655 o MG1655 ΔseqA è stato coltivato a 37°C fino a una OD600 di circa 0,15 in 50 ml di LB (+ 0,2% di glucosio) prima di aggiungere 27 μl di formaldeide (37%) per ml di terreno (concentrazione finale 1%). La reticolazione è stata eseguita con agitazione lenta (100 rpm) a temperatura ambiente per 20 minuti, seguita da spegnimento con 10 ml di glicina 2,5 M (concentrazione finale 0,5 M). Per gli esperimenti di shock termico, E. coli MG1655 è stata coltivata in 65 ml di terreno LB a 30°C fino a una OD600 di circa 0,3. Successivamente, 30 ml di coltura sono stati trasferiti in una fiasca preriscaldata a 43°C e il resto è stato mantenuto a 30°C. La reticolazione e il quenching sono avvenuti come descritto sopra, tranne che per il fatto che le cellule sono state mantenute a 30 o 43°C per 5 minuti prima di un ulteriore agitazione lenta a temperatura ambiente. Le cellule sono state raccolte per centrifugazione e lavate due volte con TBS freddo (pH7,5). Dopo la risospensione in 1 ml di tampone di lisi (10 mM Tris (pH 8.0), 20% saccarosio, 50 mM NaCl, 10 mM EDTA, 10 mg/ml lisozima) e l'incubazione a 37°C per 30 minuti, seguita dall'aggiunta di 4 ml di tampone IP, le cellule sono state sonicate in ghiaccio con 12 pause di 30 sec e 30 sec utilizzando il processore a ultrasuoni Hielscher UP400St al 100% di potenza. Dopo una centrifugazione di 10 minuti a 9000 g, aliquote da 800 μl del surnatante sono state conservate a -20°C. (Waldminghaus 2010)
Sovrapproduzione e purificazione di enzimi con una sonda a ultrasuoni
Per la sovrapproduzione di proteine marcate con decahistidina (His10), E. coli BL21(DE3) è stata trasformata con i costrutti pET19b. Una precultura di una notte è stata raccolta mediante centrifugazione e l'1% è stato utilizzato per inoculare una coltura di espressione. Le cellule portatrici di pET19mgtB sono state coltivate a 22°C fino a raggiungere una densità ottica a 600 nm (OD600) pari a 0,7. La coltura è stata trasferita a 17°C e indotta con 100 μM di IPTG. Dopo 16 ore, la coltura è stata raccolta mediante centrifugazione a 7.500 × g a 4°C. Le cellule sono state risospese in una soluzione salina tamponata con fosfato (PBS) 50 mM con 0,3 M NaCl a pH 7,4 e disgregate mediante ultrasuoni con un sonotrodo S2 micro-tip all'ultrasuonatore Hielscher UP200St a un ciclo di 0,5 e un'ampiezza del 75%.
La sovrapproduzione di GtfC marcata con decahistidina è stata indotta a 37°C ad una OD600 di 0,6 con 100 μM IPTG. Le cellule sono state quindi incubate per 4 ore, raccolte e lisate come indicato sopra per MgtB.
Gli estratti cellulari grezzi sono stati centrifugati a 15.000 × g e a 4°C per sedimentare i detriti cellulari. Gli estratti chiarificati sono stati caricati su colonne HisTrap FF Crude da 1 ml utilizzando un sistema ÄKTAprime Plus. Gli enzimi sono stati purificati secondo il protocollo del produttore per l'eluizione a gradiente delle proteine His-tagged. Le soluzioni proteiche eluite sono state dializzate due volte con 1.000 volumi di PBS 50 mM, pH 7,4, con 0,3 M NaCl a 4 °C. La purificazione è stata analizzata mediante SDS-PAGE al 12%. La concentrazione di proteine è stata determinata con il metodo Bradford utilizzando Roti-Quant. (Rabausch et al. 2013)
Estrazione a ultrasuoni di proteine da batteri di E. coli
Una proteina esca di interesse (in questo caso, MTV1 di Arabidopsis thaliana) viene fusa con un tag GST ed espressa in cellule BL21 di Escherichia coli (E. coli).
- Prelevare un pellet di GST-MTV1 e GST (corrispondente a 50 ml di coltura batterica) e risospendere ciascuno in 2,5 mL di tampone di estrazione freddo.
- Utilizzare un ultrasuonatore UP100H (dotato di microtip-sonotrodo MS3 per piccoli volumi di circa 2-5mL) per disgregare le cellule batteriche fino alla lisazione, indicata dalla riduzione dell'opacità e dall'aumento della viscosità. Questa operazione deve essere eseguita con ghiaccio e si raccomanda di sonicare a intervalli (ad es. 10 secondi di sonicazione seguiti da 10 secondi di pausa con ghiaccio e così via). Bisogna fare attenzione a non sonicare con un'intensità troppo elevata. Se si rileva la formazione di schiuma o di un precipitato bianco, è necessario ridurre l'intensità.
- Trasferire la soluzione batterica lisata in provette da microcentrifuga da 1,5 mL e centrifugare a 4°C, 16.000 x g per 20 minuti.
Gli ultrasuonatori a sonda, come l'UP400St utilizzano il principio di funzionamento della cavitazione acustica per l'efficiente lisi di E.coli.
Analisi dell'espressione e purificazione della proteina ricombinante con la sonicazione
Il pellet di E. coli è stato sonicato con l'ultrasuonatore Hielscher UP100H. A questo scopo, il pellet cellulare è stato risospeso in un tampone di lisi raffreddato (50 mM Tris-HCl pH=7,5, 100 mM NaCl, 5 mM DTT, 1 mM PMSF) e raffreddato in ghiaccio per 10 minuti. Quindi, la sospensione cellulare è stata sonicata con 10 brevi raffiche di 10 s seguite da un intervallo di 30 s per il raffreddamento. Infine, i detriti cellulari sono stati rimossi mediante ultracentrifugazione a 4°C per 15 minuti a 14000 rpm. Per confermare l'espressione di rPR, il surnatante è stato fatto scorrere su gel di poliacrilammide al 12% e analizzato mediante SDS-PAGE e Western blotting. La purificazione di rPR è stata effettuata utilizzando la resina Ni2+-NTA (Invitrogen, USA) secondo la guida del produttore. In questa fase è stato utilizzato il metodo di purificazione nativa. La purezza della proteina purificata è stata valutata mediante elettroforesi su gel di poliacrilammide al 12% e successiva colorazione con blu di Coomassie. La concentrazione della proteina purificata è stata misurata con il kit Micro BCA protein assay (PIERCE, USA). (Azarnezhad et al. 2016)
Omogeneizzatori a ultrasuoni per la lisi di E. coli
Hielscher Ultrasonics progetta, produce e fornisce omogeneizzatori a ultrasuoni ad alte prestazioni per la lisi affidabile ed efficiente di batteri E. coli e altri tipi di cellule, tessuti e colture cellulari.
L'ampia gamma di sonde a ultrasuoni e di sistemi di sonicazione indiretta ci permette di offrirvi l'omogeneizzatore di tessuti a ultrasuoni ideale per la vostra applicazione di disgregazione ed estrazione cellulare.
Progettazione, produzione e consulenza – Qualità Made in Germany
Gli ultrasuoni Hielscher sono noti per i loro elevati standard di qualità e design. Il software intelligente, il menu intuitivo, le impostazioni programmabili e il protocollaggio automatico dei dati sono solo alcune delle caratteristiche degli ultrasonori Hielscher. La robustezza e la facilità d'uso consentono un'agevole integrazione dei nostri ultrasonori nelle strutture di ricerca e biotecnologiche. Gli ultrasuonatori Hielscher sono in grado di gestire senza problemi anche le condizioni più difficili e gli ambienti più impegnativi.
Hielscher Ultrasonics è un'azienda certificata ISO e pone particolare enfasi sugli ultrasuonatori ad alte prestazioni, caratterizzati da tecnologia all'avanguardia e facilità d'uso. Naturalmente, gli ultrasuoni Hielscher sono conformi alla normativa CE e soddisfano i requisiti UL, CSA e RoH.
La tabella seguente fornisce un'indicazione della capacità di lavorazione approssimativa dei nostri ultrasonori:
| Volume di batch | Portata | Dispositivi raccomandati |
|---|---|---|
| piastre multipozzetto / microtitolazione | n.a. | UIP400MTP |
| CupHorn per fiale o becher | n.a. | Coccodrillo a ultrasuoni |
| Reattore a microflusso a ultrasuoni | n.a. | GDmini2 |
| fino a 10 flaconi da 0,5 a 1,5 mL | n.a. | VialTweeter |
| 0,5-1,5 mL | n.a. | VialTweeter |
| 1 - 500mL | 10 - 200mL/min | UP100H |
| 10 - 2000mL | 20 - 400mL/min | UP200Ht, UP400St |
| 0,1 - 20L | 0,2 - 4L/min | UIP2000hdT |
| 10 - 100L | 2 - 10L/min | UIP4000 |
| n.a. | 10 - 100L/min | UIP16000 |
| n.a. | più grande | cluster di UIP16000 |
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Protocolli aggiuntivi per la lisi ultrasonica di E. coli
Proteine modificate con l'allicina in E. coli utilizzando un VialTweeter a ultrasuoni
Determinazione del contenuto di solfidrilici mediante saggio con acido 5,5′-ditiobis(2-nitrobenzoico) (DTNB)
Una coltura notturna di E. coli MG1655 è stata utilizzata per inoculare il terreno minimo MOPS (1:100). La coltura è stata fatta crescere in modo aerobico fino a raggiungere un A600 di 0,4. La coltura è stata divisa in tre colture da 15 ml per il trattamento di stress. Una coltura non trattata è servita come controllo negativo. A una delle due colture rimanenti sono stati aggiunti 0,79 mM di allicina (128 μg ml-1) o 1 mM di diamide. Le colture sono state incubate per 15 minuti. 5 ml di ciascuna coltura sono stati raccolti mediante centrifugazione (8.525 × g, 4°C, 10 min). Le cellule sono state lavate due volte con 1 ml di PBS (137 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 10 mM Na2HPO4, 2 mM KH2PO4, pH 7,4, conservato in anaerobiosi prima dell'uso) e centrifugate (13.000 × g, 4°C, 10 min). Le cellule sono state risospese in tampone di lisi (PBS con 6 mM di guanidinio HCl, pH 7,4) prima di essere disgregate a 4°C mediante ultrasuoni (VialTweeter ultrasuoni, Hielscher GmbH, Germania) (3 × 1 min). I detriti cellulari sono stati eliminati mediante centrifugazione (13.000 × g, 4 °C, 15 min). Il surnatante è stato trasferito in una cuvetta QS-macro da 3,5 ml (10 mm) con una barra di agitazione magnetica e mescolato con 1 ml di tampone di lisi. L'estinzione dei campioni è stata monitorata a 412 nm con uno spettrofotometro Jasco V-650 dotato di portacelle a temperatura controllata PSC-718 a temperatura ambiente. Sono stati aggiunti 100μl di una soluzione di acido ditiobis(2-nitrobenzoico) 3 mM. L'estinzione è stata monitorata fino a raggiungere la saturazione. Il calcolo della concentrazione di tiolo è stato eseguito utilizzando il coefficiente di estinzione ϵ412 = 13,700 M-1 cm-1 per l'acido tio-2-nitrobenzoico (TNB). Le concentrazioni di tioli cellulari sono state calcolate sulla base di un volume di cellule di E. coli di 6,7 × 10-15 litro e una densità cellulare di A600 = 0,5 (equivalente a 1 × 108 cellule ml-1 cultura). (Müller et al. 2016)
Determinazione del glutatione in vivo con un frantumatore di cellule a ultrasuoni
E.coli MG1655 è stata coltivata in terreno minimo MOPS in un volume totale di 200 ml fino al raggiungimento di un A600 di 0,5. La coltura è stata divisa in colture da 50 ml per il trattamento di stress. Dopo 15 minuti di incubazione con allicina 0,79 mM, diamide 1 mM o dimetilsolfossido (controllo), le cellule sono state raccolte a 4.000g a 4°C per 10 minuti. Le cellule sono state lavate due volte con tampone KPE prima di risospendere il pellet in 700µl di tampone KPE. Per la deproteinizzazione, sono stati aggiunti 300 l di acido solfosalicilico al 10% (w/v) prima della disgregazione delle cellule mediante ultrasuoni (3 x 1 min; VialTweeter ultrasuoni). I sovranatanti sono stati raccolti dopo centrifugazione (30 minuti, 13.000g, 4°C). Le concentrazioni di acido solfosalicilico sono state ridotte all'1% con l'aggiunta di 3 volumi di tampone KPE. La misurazione del glutatione totale e del GSSG è stata eseguita come descritto sopra. Le concentrazioni di glutatione cellulare sono state calcolate sulla base di un volume di cellule di E. coli pari a 6,7×10-15 litro e una densità cellulare di A600 0,5 (equivalente a 1×108 cellule ml-1 coltura). Le concentrazioni di GSH sono state calcolate sottraendo il 2[GSSG] dal glutatione totale. (Müller et al. 2016)
Espressione di mAspAT umano in E. coli mediante un omogeneizzatore a ultrasuoni
La singola colonia di E. coli BL21 (DE3) che ospita il vettore di espressione in 30 mL di terreno Luria-Bertani (LB) contenente 100μg/mL di ampicillina, è stata coltivata a 37ºC fino a quando la densità ottica (OD600) ha raggiunto 0,6. Le cellule sono state raccolte mediante centrifugazione a 4.000 × g per 10 minuti e risospese in 3 l di terreno LB fresco contenente 100μg/mL di ampicillina.
Successivamente, l'espressione proteica è stata indotta con 1 mM di isopropile β-ᴅ-1-tiogalattopiranoside (IPTG) per 20 ore a 16ºC. Le cellule sono state raccolte mediante centrifugazione a 8.000 × g per 15 minuti e lavate con il tampone A (20 mM NaH2PO4, 0,5 M NaCl, pH 7,4). Da una coltura di 3 L sono stati ottenuti circa 45 g di cellule (peso umido). Dopo la centrifugazione, il pellet cellulare è stato risospeso in 40 mL (per 1 L di coltura) di tampone di estrazione A ghiacciato e lisato mediante ultrasuoni a temperatura ghiacciata utilizzando il frantumatore cellulare a ultrasuoni Hielscher UP400St. La lisi cellulare è stata centrifugata a 12.000 rpm per 15 minuti per separare le frazioni solubili (surnatante) e precipitate (pellet). (Jiang et al. 2015)
Particolarità / Cose da sapere
E.coli
L'Escherichia coli (E. coli) è un batterio coliforme gram-negativo, facultativamente anaerobio, a forma di bastoncello, appartenente al genere Escherichia, che si trova comunemente nell'intestino inferiore degli organismi a sangue caldo (endotermi). Esiste un gran numero di ceppi (o sottotipi) di E. coli con caratteristiche diverse. La maggior parte dei ceppi di E. coli sono innocui per l'uomo, ad esempio i ceppi B e K-12, comunemente utilizzati per applicazioni di ricerca nei laboratori. Tuttavia, alcuni ceppi sono dannosi e possono causare gravi malattie.
L'E. coli svolge un ruolo importante nella moderna ingegneria biologica e nella microbiologia industriale, poiché il batterio è facile da manipolare. Le applicazioni di laboratorio più comuni prevedono spesso l'uso di E. coli, ad esempio per creare acido desossiribonucleico (DNA) ricombinante o per fungere da organismo modello.
L'E. coli è un ospite molto versatile per la produzione di proteine eterologhe e sono disponibili numerosi sistemi di espressione proteica per produrre proteine ricombinanti in E. coli. Utilizzando plasmidi che consentono l'espressione di proteine ad alto livello, è possibile introdurre nei batteri geni che consentono di produrre tali proteine in quantità elevate nei processi di fermentazione industriale.
Gli E. coli sono utilizzati come fabbriche di cellule per produrre insulina. Altre applicazioni includono l'uso di cellule di E. coli modificate per sviluppare e produrre vaccini ed enzimi immobilizzati, per produrre biocarburanti e per il biorisanamento.
Il ceppo K-12 è una forma mutante di E. coli che sovraesprime l'enzima fosfatasi alcalina (ALP). Questa mutazione si verifica a causa di un difetto nel gene che codifica costantemente per l'enzima. Se un gene produce un prodotto senza alcuna inibizione, si parla di attività costitutiva. Questa specifica forma mutante viene utilizzata per isolare e purificare l'enzima ALP.
Anche i batteri E. coli sono ampiamente utilizzati come fabbriche di cellule. I microbi (ad esempio, i batteri) e le cellule vegetali ingegnerizzati possono essere utilizzati come cosiddette fabbriche di cellule. Queste cellule geneticamente modificate producono molecole, prodotti chimici, polimeri, proteine e altre sostanze, utilizzate ad esempio nell'industria farmaceutica, alimentare e chimica. Per rilasciare le molecole prodotte all'interno di tali cellule bioingegnerizzate, la lisi a ultrasuoni è un metodo comune per rompere le pareti cellulari e trasferire le sostanze target nel liquido circostante. Per saperne di più sulla lisi delle cellule bioingegnerizzate!
Taglio del DNA a ultrasuoni
Le forze di taglio ultrasoniche sono un metodo comunemente usato per liberare molecole, organelli e proteine dall'interno della cellula e per rompere i filamenti di DNA in pezzi. La cavitazione acustica rompe le pareti cellulari e le membrane per estrarre il DNA dalle cellule e generare frammenti di circa 600 – 800 bp di lunghezza, ideale per l'analisi.
Cliccate qui per saperne di più sugli omogeneizzatori a ultrasuoni per la frammentazione del DNA!
Letteratura / Riferimenti
- Azarnezhad A., Sharifi Z., Seyedabadi R., Hosseini A., Johari B., Sobhani Fard M. (2016): Cloning and Expression of Soluble Recombinant HIV-1 CRF35 Protease-HP Thioredoxin Fusion Protein. Avicenna J Med Biotechnol. 8(4), 2016. 175–181.
- Jiang X., Wang J., Chang H.; Zhou Y. (2016): Recombinant expression, purification and crystallographic studies of the mature form of human mitochondrial aspartate aminotransferase. BioScience Trends 2016.
- Müller A., Eller J., Albrecht F., Prochnow P., Kuhlmann K., Bandow J.E., Slusarenko A.J., Leichert L.I.O. (2016): Allicin Induces Thiol Stress in Bacteria through S-Allylmercapto Modification of Protein Cysteines. Journal of Biological Chemistry Vol. 291, No. 22, 2016. 11477–11490.
- Rabausch U., Juergensen J., Ilmberger N., Böhnke S., Fischer S., Schubach B., Schulte M., Streit W. R. (2013): Functional Screening of Metagenome and Genome Libraries for Detection of Novel Flavonoid-Modifying Enzymes. Applied and Environmental Microbiology 79(15), 2013. 4551–4563.
- Sauer M. (2014): MTV1 Pull-down Assay in Arabidopsis. bio-protocol Vol 4, Iss 12, Jun 20, 2014.
- Waldminghaus T., Skarstad K. (2010): ChIP on Chip: surprising results are often artifacts. BMC Genomics 11, 2010. 414.
Hielscher Ultrasonics produce omogeneizzatori a ultrasuoni ad alte prestazioni da laboratorio a dimensioni industriali.