Ultradźwiękowa liza bakterii E. Coli
- Bakterie E. coli są najczęściej wykorzystywanymi bakteriami w mikrobiologii i biotechnologii.
- Ultradźwiękowe rozbijacze komórek zapewniają wiarygodne i powtarzalne wyniki lizy bakterii E. coli.
- Intensywna, ale precyzyjnie kontrolowana kawitacja i siły ścinające powodują całkowite rozbicie i wysoką wydajność ekstrakcji (np. białek, DNA).
Dlaczego ultradźwiękowe rozbijanie komórek E. coli jest preferowaną metodą?
Homogenizatory ultradźwiękowe lub ultrasonografy z sondą oferują szereg korzyści dla lizy E. coli, ponieważ intensywne ultradźwięki skutecznie niszczą ściany komórkowe i błony. Ultradźwięki typu sondowego są szeroko stosowane do lizy E. coli z następujących powodów:
Ekstrakcja białek z komórek E. coli jest wydajnie przeprowadzana za pomocą sonda ultradźwiękowa UP200St
Ultradźwięki typu sondowego oferują wiele zalet dla lizy E. coli. Niezawodna i precyzyjna kontrola nad parametrami procesu ultradźwiękowego pozwala zoptymalizować parametry pracy, takie jak moc, czas trwania i obsługa próbki, aby osiągnąć pożądane wyniki.
Analizy elektroforetyczne genomowego DNA E. coli EDL933 poddanego ultradźwiękom 0-15 min. L oznacza DNA Ladder.
(badanie i zdjęcie: ©Basselet et al. 2008)
Rozbijanie komórek za pomocą kawitacji ultradźwiękowej
Homogenizatory z sondą ultradźwiękową działają z częstotliwością około 20 000 cykli na sekundę (przy 20 kHz) i powodują kawitację w cieczach lub zawiesinach. Kawitacja akustyczna tworzy mikroskopijne obszary o ciśnieniu podobnym do próżni i wysokich temperaturach, które rozrywają komórki. Chociaż temperatury mogą osiągać kilka tysięcy stopni Celsjusza, objętości kawitacji są tak małe, że nie podgrzewają znacząco procesu. Generowana przez ultradźwięki kawitacja akustyczna i siły ścinające perforują lub rozrywają błonę komórkową komórek bakteryjnych, takich jak E. coli. Ultradźwięki Hielscher pozwalają na precyzyjną kontrolę parametrów procesu, takich jak intensywność ultradźwięków, amplituda, pobór energii i temperatura. W ten sposób proces lizy ultradźwiękowej można optymalnie dostosować do typu komórki, hodowli komórkowej i celu procesu.
- precyzyjna kontrola lizy (intensywność, amplituda, temperatura)
- wiarygodne, powtarzalne wyniki
- Optymalne dostosowanie do określonych próbek
- kontrola temperatury
- dla bardzo małych i bardzo dużych próbek (od µL do litrów)
- Obróbka czysto mechaniczna
- Przyjazna dla użytkownika, bezpieczna obsługa
- Liniowe skalowanie z laboratorium do produkcji
VialTweeter do lizy ultradźwiękowej
Homogenizator ultradźwiękowy a inne techniki lizy
Podczas gdy liza chemiczna i enzymatyczna może być problematyczna – ponieważ liza chemiczna może zmieniać strukturę białek i powodować problemy z oczyszczaniem, a liza enzymatyczna wymaga długiego czasu inkubacji i nie jest powtarzalna. – Rozbijanie ultradźwiękowe jest zaawansowaną, szybką metodą rozbijania komórek.
Liza ultradźwiękowa opiera się wyłącznie na siłach mechanicznych. Nie dodaje się żadnych substancji chemicznych, sonikacja rozbija ścianę komórkową za pomocą sił ścinających. Liza chemiczna może zmienić strukturę białka i wprowadzić problemy z oczyszczaniem. Rozpad enzymatyczny wymaga długiego czasu inkubacji i nie jest powtarzalny. Ultradźwiękowe rozbijanie komórek bakterii E. coli jest szybkie, proste, niezawodne i powtarzalne. Dlatego ultrasonografy firmy Hielscher są stosowane w laboratoriach biologicznych i biochemicznych na całym świecie do przygotowywania próbek, preanalityki, diagnostyki in vitro i różnorodnych testów.
Ogólne zalecenia dotyczące lizy ultradźwiękowej
Sonikacja jest najpopularniejszą techniką lizowania bardzo małych, średnich i dużych ilości zawiesin komórkowych – od pikolitrów do 100 l/h (przy użyciu ultradźwiękowej celi przepływowej). Komórki są lizowane przez ścinanie cieczy i kawitację. DNA jest również ścinane podczas sonikacji, więc nie jest konieczne dodawanie DNazy do zawiesiny komórek.
Kontrola temperatury podczas ultradźwiękowej lizy E. coli
Dzięki wstępnemu schłodzeniu próbki i utrzymywaniu jej podczas sonikacji w lodzie, można łatwo zapobiec degradacji termicznej próbki.
Idealnie, próbki powinny być przechowywane w stanie lodowatym podczas lizy, ale dla większości próbek wystarczy, jeśli temperatura nie wzrośnie powyżej temperatury hodowli lub źródła tkanki. Dlatego zaleca się utrzymywanie zawiesiny na lodzie i sonikowanie kilkoma krótkimi impulsami ultradźwiękowymi trwającymi 5-10 sekund i przerwami trwającymi 10-30 sekund. Podczas przerw ciepło może rozproszyć się w celu przywrócenia niskiej temperatury. W przypadku większych próbek komórek dostępne są różne reaktory przepływowe z płaszczem chłodzącym.
Przeczytaj tutaj szczegółowe wskazówki i zalecenia dotyczące udanej lizy ultradźwiękowej!
Protokoły ultradźwiękowego przygotowania lizatów E. Coli
Naukowcy używają homogenizatorów ultradźwiękowych Hielscher do rozbijania komórek E. coli. Poniżej można znaleźć różne przetestowane i sprawdzone protokoły lizy E. coli przy użyciu homogenizatorów ultradźwiękowych Hielscher do różnych zastosowań związanych z E. coli.
Wzrost komórek, sieciowanie i przygotowanie ekstraktów komórkowych E. coli za pomocą ultradźwięków
Dla SeqA i polimerazy RNA ChIP-Chip E. coli MG1655 lub MG1655 ΔseqA hodowano w temperaturze 37°C do OD600 około 0,15 w 50 ml LB (+ 0,2% glukozy) przed dodaniem 27 μl formaldehydu (37%) na ml pożywki (końcowe stężenie 1%). Sieciowanie przeprowadzono przy powolnym wytrząsaniu (100 obr./min) w temperaturze pokojowej przez 20 minut, a następnie wygaszono 10 ml 2,5 M glicyny (końcowe stężenie 0,5 M). W przypadku eksperymentów z szokiem termicznym, E. coli MG1655 hodowano w 65 ml pożywki LB w temperaturze 30°C do OD600 około 0,3. Następnie 30 ml hodowli przeniesiono do wstępnie ogrzanej kolby w temperaturze 43°C, a pozostałą część utrzymywano w temperaturze 30°C. Sieciowanie i wygaszanie przebiegało tak, jak opisano powyżej, z wyjątkiem tego, że komórki trzymano w temperaturze 30 lub 43°C przez 5 minut przed dalszym powolnym wytrząsaniem w temperaturze pokojowej. Komórki zebrano przez odwirowanie i przemyto dwukrotnie zimnym TBS (pH 7,5). Po ponownym zawieszeniu w 1 ml buforu lizującego (10 mM Tris (pH 8,0), 20% sacharozy, 50 mM NaCl, 10 mM EDTA, 10 mg/ml lizozymu) i inkubacji w temperaturze 37°C przez 30 minut, a następnie dodaniu 4 ml buforu IP, komórki poddano sonikacji na lodzie z 12-krotnymi 30-sekundowymi i 30-sekundowymi przerwami przy użyciu procesora ultradźwiękowego Hielscher UP400St przy ustawieniu 100% mocy. Po wirowaniu przez 10 minut przy 9000 g, 800 μl podwielokrotności supernatantu przechowywano w temperaturze -20°C. (Waldminghaus 2010)
Nadprodukcja i oczyszczanie enzymów za pomocą sondy ultradźwiękowej
W celu nadprodukcji białek znakowanych dekastydyną (His10), E. coli BL21(DE3) transformowano konstruktami pET19b. Prekultura została zebrana przez odwirowanie, a 1% wykorzystano do zaszczepienia kultury ekspresyjnej. Komórki niosące pET19mgtB hodowano w temperaturze 22°C do osiągnięcia gęstości optycznej przy 600 nm (OD600) równej 0,7. Hodowlę przeniesiono do 17°C i indukowano 100 μM IPTG. Po 16 godzinach hodowlę zebrano przez odwirowanie z prędkością 7500 × g w temperaturze 4°C. Komórki zawieszono ponownie w 50 mM roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) z 0,3 M NaCl o pH 7,4 i rozerwano przez ultradźwięki za pomocą sonotrody z mikrokońcówką S2 w ultrasonografie Hielscher UP200St przy cyklu 0,5 i amplitudzie 75%.
Nadprodukcja znakowanego dekastydyną GtfC była indukowana w 37°C przy OD600 0,6 z 100 μM IPTG. Komórki inkubowano następnie przez 4 godziny, zbierano i poddawano lizie, jak opisano powyżej dla MgtB.
Surowe ekstrakty komórkowe odwirowano przy 15 000 × g i 4°C w celu sedymentacji resztek komórkowych. Oczyszczone ekstrakty załadowano na kolumny HisTrap FF Crude o pojemności 1 ml przy użyciu systemu ÄKTAprime Plus. Enzymy oczyszczono zgodnie z protokołem producenta dla elucji gradientowej białek znakowanych His. Wyeluowane roztwory białek były dwukrotnie dializowane wobec 1000 objętości 50 mM PBS, pH 7,4, z 0,3 M NaCl w temperaturze 4°C. Oczyszczanie analizowano za pomocą 12% SDS-PAGE. Stężenie białka określono metodą Bradford przy użyciu Roti-Quant. (Rabausch et al. 2013)
Ultradźwiękowa ekstrakcja białka z bakterii E. coli
Interesujące białko przynęty (w tym przypadku MTV1 z Arabidopsis thaliana) jest połączone ze znacznikiem GST i wyrażane w komórkach BL21 Escherichia coli (E. coli).
- Pobrać jeden osad GST-MTV1 i GST (odpowiadający 50 ml hodowli bakteryjnej) i zawiesić każdy z nich w 2,5 ml lodowato zimnego buforu ekstrakcyjnego.
- Użyć ultrasonografu UP100H (wyposażonego w mikrotip-sonotrodę MS3 dla małych objętości ok. 2-5 ml) w celu rozbicia komórek bakteryjnych aż do ich lizy, na co wskazuje zmniejszone zmętnienie i zwiększona lepkość. Należy to przeprowadzić na lodzie i zaleca się sonikację w odstępach czasu (np. 10 sekund sonikacji, a następnie 10 sekund przerwy na lodzie i tak dalej). Należy uważać, aby nie sonifikować ze zbyt dużą intensywnością. Jeśli wykryte zostanie pienienie lub tworzenie się białego osadu, należy zmniejszyć intensywność.
- Przenieść zlizowany roztwór bakterii do probówek mikrowirówkowych o pojemności 1,5 ml i odwirowywać w temperaturze 4°C, 16 000 x g przez 20 minut.
Ultradźwięki z sondą, takie jak UP400St wykorzystują zasadę działania kawitacji akustycznej do skutecznej lizy bakterii E.coli.
Analiza ekspresji i oczyszczanie rekombinowanego białka za pomocą sonikacji
Osad E. coli poddano działaniu ultradźwięków za pomocą ultrasonografu Hielscher UP100H. W tym celu osad komórkowy zawieszono ponownie w schłodzonym buforze lizującym (50 mM Tris-HCl pH = 7,5, 100 mM NaCl, 5 mM DTT, 1 mM PMSF) i schłodzono na lodzie przez 10 minut. Następnie zawiesinę komórek poddano sonikacji z 10 krótkimi seriami po 10 s, po których nastąpiła przerwa 30 s na chłodzenie. Na koniec pozostałości komórek usunięto przez ultrawirowanie w temperaturze 4°C przez 15 minut przy 14000 obr. W celu potwierdzenia ekspresji rPR, supernatant naniesiono na 12% żel poliakrylamidowy i przeanalizowano metodą SDS-PAGE i Western blotting. Oczyszczanie rPR przeprowadzono przy użyciu żywicy Ni2+-NTA (Invitrogen, USA) zgodnie z instrukcją producenta. Na tym etapie zastosowano natywną metodę oczyszczania. Czystość oczyszczonego białka oceniano za pomocą elektroforezy na 12% żelu poliakrylamidowym, a następnie barwienia błękitem Coomassie. Stężenie oczyszczonego białka mierzono za pomocą zestawu do oznaczania białka Micro BCA (PIERCE, USA). (Azarnezhad et al. 2016)
Homogenizatory ultradźwiękowe do lizy bakterii E. coli
Hielscher Ultrasonics projektuje, produkuje i dostarcza wysokowydajne homogenizatory ultradźwiękowe do niezawodnej i skutecznej lizy bakterii E. coli i innych typów komórek, tkanek i kultur komórkowych.
Szeroka gama sond ultradźwiękowych, jak również systemów sonikacji pośredniej, pozwala nam zaoferować idealny ultradźwiękowy homogenizator tkankowy do zastosowań związanych z rozbijaniem i ekstrakcją komórek.
Projektowanie, produkcja i doradztwo – Jakość Made in Germany
Ultradźwięki Hielscher są dobrze znane z najwyższej jakości i standardów projektowych. Inteligentne oprogramowanie, intuicyjne menu, programowalne ustawienia i automatyczne protokołowanie danych to tylko kilka cech ultrasonografów Hielscher. Solidność i łatwa obsługa pozwalają na płynną integrację naszych ultradźwiękowców z obiektami badawczymi i biotechnologicznymi. Nawet trudne warunki i wymagające środowiska są łatwo obsługiwane przez ultradźwięki Hielscher.
Hielscher Ultrasonics jest firmą posiadającą certyfikat ISO i kładzie szczególny nacisk na wysokowydajne ultradźwięki z najnowocześniejszą technologią i łatwością obsługi. Oczywiście ultradźwięki Hielscher są zgodne z CE i spełniają wymagania UL, CSA i RoHs.
Poniższa tabela przedstawia przybliżoną wydajność przetwarzania naszych ultradźwiękowców:
| Wielkość partii | natężenie przepływu | Polecane urządzenia |
|---|---|---|
| Płytki wielodołkowe / mikrotitracyjne | b.d. | UIP400MTP |
| CupHorn do fiolek lub zlewek | b.d. | Ultradźwiękowy CupHorn |
| ultradźwiękowy reaktor mikroprzepływowy | b.d. | GDmini2 |
| do 10 fiolek o pojemności od 0,5 do 1,5 ml | b.d. | VialTweeter |
| 0.5-1,5 mL | b.d. | VialTweeter |
| 1 do 500mL | 10-200mL/min | UP100H |
| 10 do 2000mL | 20-400mL/min | UP200Ht, UP400St |
| 0.1 do 20L | 0.2 do 4L/min | UIP2000hdT |
| 10-100L | 2 do 10L/min | UIP4000 |
| b.d. | 10-100L/min | UIP16000 |
| b.d. | większe | klaster UIP16000 |
Skontaktuj się z nami! / Zapytaj nas!
Dodatkowe protokoły ultradźwiękowej lizy E. coli
Białka modyfikowane allicyną w E. coli przy użyciu ultradźwiękowej fiolkiTweeter
Oznaczanie zawartości sulfhydrylu za pomocą testu z kwasem 5,5′-ditiobis(2-nitrobenzoesowym) (DTNB)
Do zaszczepienia minimalnej pożywki MOPS (1:100) użyto całonocnej hodowli E. coli MG1655. Hodowlę prowadzono w warunkach tlenowych do osiągnięcia A600 równego 0,4. Hodowlę podzielono na trzy 15-ml hodowle w celu poddania ich działaniu stresu. Nieleczona hodowla służyła jako kontrola negatywna. Do jednej z dwóch pozostałych hodowli dodano 0,79 mM allicyny (128 μg ml-1) lub 1 mM diamidu. Hodowle inkubowano przez 15 minut. 5 ml każdej hodowli zebrano przez odwirowanie (8 525 × g, 4°C, 10 min). Komórki przemyto dwukrotnie 1 ml PBS (137 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 10 mM Na2HPO4, 2 mM KH2PO4, pH 7,4, przechowywane beztlenowo przed użyciem) i odwirowano (13 000 × g, 4°C, 10 min). Komórki zostały ponownie zawieszone w buforze lizującym (PBS z 6 mM guanidinium HCl, pH 7,4) przed rozerwaniem w temperaturze 4°C za pomocą ultradźwięków (VialTweeter ultrasonicator, Hielscher GmbH, Niemcy) (3 × 1 min). Szczątki komórkowe osuszono przez odwirowanie (13 000 × g, 4 °C, 15 min). Supernatant przeniesiono do kuwety QS-macro o pojemności 3,5 ml (10 mm) z mieszadłem magnetycznym i zmieszano z 1 ml buforu lizującego. Wygaszanie próbek monitorowano przy 412 nm za pomocą spektrofotometru Jasco V-650 wyposażonego w uchwyt kuwety PSC-718 z regulacją temperatury w temperaturze pokojowej. Dodano 100 μl 3 mM roztworu kwasu ditiobis(2-nitrobenzoesowego). Ekstynkcja była monitorowana aż do osiągnięcia nasycenia. Obliczenie stężenia tiolu przeprowadzono przy użyciu współczynnika ekstynkcji ϵ412 = 13,700 M-1 cm-1 dla kwasu tio-2-nitrobenzoesowego (TNB). Komórkowe stężenia tioli obliczono na podstawie objętości komórek E. coli wynoszącej 6,7 × 10-15 litr i gęstość komórek A600 = 0,5 (co odpowiada 1 × 108 komórki ml-1 kultura). (Müller et al. 2016)
Oznaczanie glutationu in vivo przy użyciu ultradźwiękowej kruszarki komórkowej
E.coli MG1655 hodowano w minimalnej pożywce MOPS w całkowitej objętości 200 ml, aż do osiągnięcia A600 równego 0,5. Hodowlę podzielono na 50 ml w celu poddania działaniu stresu. Po 15 minutach inkubacji z 0,79 mM allicyną, 1 mM diamidem lub dimetylosulfotlenkiem (kontrola), komórki zbierano przy 4000g w 4°C przez 10 minut. Komórki przemyto dwukrotnie buforem KPE przed ponownym zawieszeniem osadu w 700 µl buforu KPE. W celu deprotekcji dodano 300 l 10% (w/v) kwasu sulfosalicylowego przed rozbiciem komórek za pomocą ultradźwięków (3 x 1 min; VialTweeter ultradźwiękowy). Supernatanty zebrano po odwirowaniu (30 min, 13 000g, 4°C). Stężenie kwasu sulfosalicylowego zmniejszono do 1% przez dodanie 3 objętości buforu KPE. Pomiary całkowitego glutationu i GSSG przeprowadzono w sposób opisany powyżej. Komórkowe stężenia glutationu obliczono na podstawie objętości komórek E. coli wynoszącej 6,7×10-15 litr i gęstość komórek A600 0,5 (co odpowiada 1×108 komórki ml-1 kultura). Stężenia GSH obliczono przez odjęcie 2[GSSG] od całkowitego glutationu. (Müller et al. 2016)
Ekspresja ludzkiego mAspAT w E. coli przy użyciu homogenizatora ultradźwiękowego
Pojedynczą kolonię E. coli BL21 (DE3) zawierającą wektor ekspresyjny umieszczono w 30 ml pożywki Luria-Bertani (LB) zawierającej 100 μg/mL ampicyliny, a następnie hodowano w temperaturze 37ºC do uzyskania gęstości optycznej (OD600) osiągnęła 0,6. Komórki zebrano przez odwirowanie przy 4000 × g przez 10 minut i ponownie zawieszono w 3 litrach świeżej pożywki LB zawierającej 100 μg / ml ampicyliny.
Następnie ekspresję białka indukowano 1 mM β-ᴅ-1-tiogalaktopiranozydem izopropylu (IPTG) przez 20 godzin w temperaturze 16ºC. Komórki zebrano przez odwirowanie przy 8000 × g przez 15 minut i przemyto buforem A (20 mM NaH2PO4, 0,5 M NaCl, pH 7,4). Około 45 g (mokra masa) komórek uzyskano z 3 l hodowli. Po odwirowaniu, osad komórkowy zawieszono ponownie w 40 ml (dla 1 l hodowli) lodowatego buforu ekstrakcyjnego A i poddano lizie ultradźwiękowej w temperaturze lodowatej przy użyciu ultradźwiękowej kruszarki komórkowej Hielscher UP400St. Lizę komórek odwirowano przy 12 000 obr/min przez 15 minut w celu oddzielenia frakcji rozpuszczalnej (supernatant) i wytrąconej (osad). (Jiang et al. 2015)
Fakty, które warto znać
komórek E. coli
Escherichia coli (E. coli) to Gram-ujemna, fakultatywnie beztlenowa, pałeczkowata bakteria z rodzaju Escherichia, powszechnie występująca w jelicie dolnym organizmów stałocieplnych (endotermy). Istnieje duża liczba szczepów (lub podtypów) E. coli o różnych właściwościach. Większość szczepów E. coli jest nieszkodliwa dla ludzi, np. szczepy B i K-12, które są powszechnie wykorzystywane do badań w laboratoriach. Niektóre szczepy są jednak szkodliwe i mogą powodować poważne choroby.
E. coli odgrywa ważną rolę w nowoczesnej inżynierii biologicznej i mikrobiologii przemysłowej, ponieważ bakteriami tymi można łatwo manipulować. Typowe zastosowania laboratoryjne, które często wymagają użycia E. coli, np. do tworzenia rekombinowanego kwasu dezoksyrybonukleinowego (DNA) lub do działania jako organizm modelowy.
E. coli jest bardzo wszechstronnym gospodarzem do produkcji heterologicznych białek, a do produkcji rekombinowanych białek w E. coli dostępne są różnorodne systemy ekspresji białek. Przy użyciu plazmidów, które pozwalają na wysoki poziom ekspresji białka, geny mogą być wprowadzane do bakterii, co umożliwia produkcję takich białek w dużych ilościach w przemysłowych procesach fermentacji.
E. coli są wykorzystywane jako fabryki komórek do produkcji insuliny. Dalsze zastosowania obejmują wykorzystanie zmodyfikowanych komórek E. coli do opracowywania i produkcji szczepionek i unieruchomionych enzymów, do produkcji biopaliw, a także do bioremediacji.
Szczep K-12 jest zmutowaną formą E. coli, która wykazuje nadekspresję enzymu fosfatazy alkalicznej (ALP). Mutacja ta występuje z powodu defektu w genie, który stale koduje enzym. Jeśli gen wytwarza produkt bez żadnego hamowania, jest to znane jako aktywność konstytutywna. Ta specyficzna zmutowana forma jest używana do izolacji i oczyszczania enzymu ALP.
Bakterie E. coli są również szeroko stosowane jako fabryki komórek. Zaprojektowane mikroby (np. bakterie) i komórki roślinne mogą być wykorzystywane jako tzw. fabryki komórek. Te genetycznie zmodyfikowane komórki wytwarzają cząsteczki, chemikalia, polimery, białka i inne substancje, które są wykorzystywane na przykład w przemyśle farmaceutycznym, spożywczym i chemicznym. W celu uwolnienia cząsteczek wytwarzanych we wnętrzu takich bioinżynieryjnych komórek, liza ultradźwiękowa jest powszechną metodą rozbijania ścian komórkowych i przenoszenia docelowych substancji do otaczającej cieczy. Przeczytaj więcej o lizie bioinżynieryjnych komórek!
Ultradźwiękowe cięcie DNA
Ultradźwiękowe siły ścinające są powszechnie stosowaną metodą uwalniania cząsteczek, organelli i białek z wnętrza komórki, a także rozbijania nici DNA na kawałki. Kawitacja akustyczna rozbija ściany komórkowe i błony, aby wyodrębnić DNA z komórek i wygenerować fragmenty o długości około 600 nm. – 800 bp długości, która jest idealna do analizy.
Kliknij tutaj, aby dowiedzieć się więcej o homogenizatorach ultradźwiękowych do fragmentacji DNA!
Literatura / Referencje
- Azarnezhad A., Sharifi Z., Seyedabadi R., Hosseini A., Johari B., Sobhani Fard M. (2016): Cloning and Expression of Soluble Recombinant HIV-1 CRF35 Protease-HP Thioredoxin Fusion Protein. Avicenna J Med Biotechnol. 8(4), 2016. 175–181.
- Jiang X., Wang J., Chang H.; Zhou Y. (2016): Recombinant expression, purification and crystallographic studies of the mature form of human mitochondrial aspartate aminotransferase. BioScience Trends 2016.
- Müller A., Eller J., Albrecht F., Prochnow P., Kuhlmann K., Bandow J.E., Slusarenko A.J., Leichert L.I.O. (2016): Allicin Induces Thiol Stress in Bacteria through S-Allylmercapto Modification of Protein Cysteines. Journal of Biological Chemistry Vol. 291, No. 22, 2016. 11477–11490.
- Rabausch U., Juergensen J., Ilmberger N., Böhnke S., Fischer S., Schubach B., Schulte M., Streit W. R. (2013): Functional Screening of Metagenome and Genome Libraries for Detection of Novel Flavonoid-Modifying Enzymes. Applied and Environmental Microbiology 79(15), 2013. 4551–4563.
- Sauer M. (2014): MTV1 Pull-down Assay in Arabidopsis. bio-protocol Vol 4, Iss 12, Jun 20, 2014.
- Waldminghaus T., Skarstad K. (2010): ChIP on Chip: surprising results are often artifacts. BMC Genomics 11, 2010. 414.
Hielscher Ultrasonics produkuje wysokowydajne homogenizatory ultradźwiękowe od laboratorium do rozmiar przemysłowy.