Ultralydslysis af E. Coli

E. coli-bakterier er de mest anvendte bakterier inden for mikrobiologi og bioteknologi.
Ultralydscelledisruptorer giver pålidelige og reproducerbare resultater ved lysis af E. coli.
Intens, men præcist kontrollerbar kavitation og forskydningskræfter resulterer i fuldstændig disruption og høje ekstraktionsudbytter (f.eks. proteiner, DNA).

Hvorfor er celledisruption af E. coli med ultralyd den foretrukne metode?

Ultralydshomogenisatorer eller ultralydsapparater med sonde har flere fordele ved lysis af E. coli, da intens ultralyd effektivt nedbryder cellevægge og membraner. Ultralydsapparater med sonde anvendes i vid udstrækning til lysis af E. coli af følgende grunde:

Effektiv nedbrydning af cellevægge: E. coli har en halvstiv cellevæg, der består af peptidoglycan, og som kan være vanskelig at nedbryde med traditionelle lysismetoder. Et ultralydsapparat med sonde genererer intense ultralydsbølger, der skaber kavitationsbobler i væsken omkring cellerne. Når disse bobler kollapser, genererer de væskestråler med høj hastighed og chokbølger, som resulterer i mekanisk nedbrydning af cellevæggene og effektivt frigiver celleindhold såsom biomolekyler.

Øget indtrængning: De ultralydsbølger, som sonden / sonotroden genererer, kan trænge dybt ind i prøven, nå et større antal E. coli-celler og behandle dem ensartet. Dette bidrager til at sikre en mere ensartet lysis i hele prøven, hvilket resulterer i en mere effektiv celledisruption.

Kortere behandlingstid: Den energi, som ultralydsapparatet med sonde tilfører, er stærkt koncentreret og lokaliseret, hvilket medfører hurtig og effektiv cellelysis. Sammenlignet med andre metoder såsom mekanisk disruption med perler eller enzymatisk lysis kan sonikering opnå lysis af E. coli inden for få minutter eller endda sekunder. Mens mange alternative teknikker såsom frysning og optøning kræver flere behandlingsrunder, åbner ultralydslysis cellerne i et enkelt procestrin.

Temperaturstyring: Ultralydsapparater med den nyeste teknologi er udstyret med temperatursensorer og intelligent software, som gør det muligt at indstille en maksimal procestemperatur. Ultralydsapparatet holder automatisk pause, når temperaturgrænsen nås, og starter sonikeringsprocessen, når et indstillet temperaturpunkt nås. Køling af prøverne i et isbad er en enkel metode til at holde prøvetemperaturen lav og forhindre varmeinduceret nedbrydning af prøverne.

Skalerbarhed: Ultralydsapparater med sonde fås i forskellige størrelser, fra håndholdte apparater til industrielle modeller i stor skala. Dette gør dem velegnede til behandling af små volumener i laboratoriet eller til opskalering til større bioprocesanvendelser, f.eks. vaccineproduktion eller biosyntese af molekyler.

Alsidighed: Ultralydsapparater kan bruges til forskellige anvendelser ud over cellelysis, såsom DNA-fragmentering ved forskydning, proteinekstraktion, vævshomogenisering, dispersion af nanopartikler og emulgering. Derfor giver en investering i et ultralydsapparat med sonde alsidige anvendelsesmuligheder inden for forskning eller industri.

Ultralydsapparater med sonde såsom UP200St er pålidelige vævshomogenisatorer og celledisruptorer og anvendes derfor i vid udstrækning til prøveforberedelse inden for genetik, f.eks. til lysis af E.coli

Proteinekstraktion fra E.coli-celler udføres effektivt med ultralydssonden UP200St

Et ultralydsapparat med sonde har mange fordele ved lysis af E. coli. Den pålidelige og præcise styring af ultralydsprocesparametrene gør det muligt at optimere driftsparametre såsom effekt, varighed og prøvehåndtering for at opnå de ønskede resultater.

Denne vejledning forklarer, hvilken type ultralydshomogenisator der er bedst egnet til prøveforberedelsesopgaver som lyse, celledisruption, proteinisolering samt DNA- og RNA-fragmentering i laboratorier, analyse og forskning. Vælg den ideelle type ultralydshomogenisator til Deres anvendelse, prøvevolumen, prøveantal og kapacitet. Hielscher Ultrasonics har den ideelle ultralydshomogenisator til Dem!

DNA-fragmentering med ultralyd anvendes ofte som prøveforberedelsestrin i Next Generation Sequencing (NGS)

Elektroforetiske analyser af genomisk DNA fra E. coli EDL933 udsat for 0 – 15 min ultralydsbehandling. L angiver DNA-størrelsesmarkøren.
(undersøgelse og billede: ©Basselet et al. 2008)

Celledisruption ved hjælp af ultralydskavitation

Ultralydshomogenisatorer med sonde arbejder med ca. 20.000 cyklusser pr. sekund (ved 20kHz) og fremkalder kavitation i væsker eller suspensioner. Akustisk kavitation skaber mikroskopiske områder med vakuumlignende tryk og høje temperaturer, der river celler fra hinanden. Selvom temperaturerne kan nå flere tusinde grader Celsius, er kavitationsvolumenerne så små, at de ikke opvarmer processen væsentligt. Akustisk kavitation og forskydningskræfter genereret af ultralyd perforerer eller nedbryder cellemembranen i bakterieceller såsom E.coli. Hielscher ultralydsapparater giver mulighed for præcis styring af procesparametre såsom ultralydsintensitet, amplitude, energitilførsel og temperatur. Dermed kan ultralydslysisprocessen tilpasses optimalt til celletypen, cellekulturen og procesmålet.

Fordele ved ultralydslysis

præcis styring af lysis (intensitet, amplitude, temperatur)
pålidelige, reproducerbare resultater
optimal tilpasning til specifikke prøver
temperaturstyring
til meget små til meget store prøver (µL til liter)
rent mekanisk behandling
brugervenlig, sikker betjening
lineær opskalering fra laboratorium til produktion

Ultralydsapparatet VialTweeter muliggør samtidig prøveforberedelse af op til 10 hætteglas under de samme procesbetingelser. (Klik for at forstørre!)

VialTweeter til ultralydslysis

Ultralydshomogenisator sammenlignet med andre lysisteknikker

Mens kemisk og enzymatisk lysis kan være problematisk – fordi kemisk lysis kan ændre proteinstrukturer og medføre oprensningsproblemer, og enzymatisk lysis kræver lange inkubationstider og ikke er reproducerbar – er ultralydsdisruption en avanceret, hurtig metode til celledisruption.
Ultralydslysis er udelukkende baseret på mekaniske kræfter. Der tilsættes ingen kemikalier, og sonikering nedbryder cellevæggen ved hjælp af forskydningskræfter. Kemisk lysis kan ændre proteinstrukturen og medføre oprensningsproblemer. Enzymatisk disruption kræver lange inkubationstider og er ikke reproducerbar. Celledisruption af bakterieceller af E.coli med ultralyd er hurtig, enkel, pålidelig og reproducerbar. Derfor bruges Hielscher ultralydsapparater i biologiske og biokemiske laboratorier over hele verden til prøveforberedelse, præanalytik, in vitro-diagnostik og mange forskellige assays.

Generelle anbefalinger til ultralydslysis

Sonikering er den mest populære teknik til lysis af meget små, mellemstore og store mængder cellesuspensioner – fra pikoliter op til 100L/hr (ved brug af en ultralydsflowcelle). Cellerne lyseres ved forskydning i væsken og kavitation. DNA fragmenteres også ved forskydning under sonikering, så det er ikke nødvendigt at tilsætte DNase til cellesuspensionen.

Temperaturstyring under ultralydslysis af E.coli
Ved at forkøle prøven og holde den på is under sonikering kan termisk nedbrydning af prøven let forhindres.
Ideelt set bør prøver holdes iskolde under lysis, men for de fleste prøver er det tilstrækkeligt, at temperaturen ikke overstiger temperaturen i den kultur eller det væv, som prøven stammer fra. Derfor anbefales det at holde suspensionen på is og sonikere med flere korte ultralydspulser på 5–10 sec og pauser på 10–30 sec. Under pauserne kan varmen afgives, så en lav temperatur genetableres. Til større celleprøver fås forskellige flowcellereaktorer med kølekapper.
Læs her detaljerede tips og anbefalinger til vellykket ultralydslysis!

Protokoller til fremstilling af E. Coli-lysater med ultralyd

Forskere bruger Hielscher ultralydshomogenisatorer til celledisruption af E.coli. Nedenfor finder du forskellige testede og gennemprøvede protokoller til lysis af E.coli med Hielscher ultralydshomogenisatorer til forskellige anvendelser relateret til E. coli.

Cellevækst, krydsbinding og fremstilling af E. coli-celleekstrakter ved hjælp af ultralyd

Til SeqA- og RNA-polymerase-ChIP-Chip blev E. coli MG1655 eller MG1655 ΔseqA dyrket ved 37°C til en OD₆₀₀ på ca. 0,15 i 50 ml LB (+ 0,2% glukose), før der blev tilsat 27 μl formaldehyd (37%) pr. ml medium (slutkoncentration 1%). Krydsbinding blev udført under langsom rystning (100 rpm) ved stuetemperatur i 20 min efterfulgt af standsning af reaktionen med 10 ml 2,5 M glycin (slutkoncentration 0,5 M). Til varmechokforsøg blev E. coli MG1655 dyrket i 65 ml LB-medium ved 30°C til en OD₆₀₀ på ca. 0,3. Derefter blev 30 ml kultur overført til en forvarmet kolbe ved 43°C, og resten blev holdt ved 30°C. Krydsbinding og standsning af reaktionen blev udført som beskrevet ovenfor, bortset fra at cellerne blev holdt ved 30 eller 43°C i 5 min før yderligere langsom rystning ved stuetemperatur. Cellerne blev opsamlet ved centrifugering og vasket to gange med kold TBS (pH7.5). Efter resuspension i 1 ml lysisbuffer (10 mM Tris (pH 8,0), 20% sukrose, 50 mM NaCl, 10 mM EDTA, 10 mg/ml lysozym) og inkubation ved 37°C i 30 min efterfulgt af tilsætning af 4 ml IP-buffer blev cellerne sonikeret på is 12 gange i 30 sec med pauser på 30 sec ved hjælp af Hielscher ultralydsprocessoren UP400St med en effektindstilling på 100%. Efter centrifugering i 10 min ved 9000 g blev alikvoter på 800 μl af supernatanten opbevaret ved -20°C. (Waldminghaus 2010)

Overproduktion og oprensning af enzymer med en ultralydssonde

Til overproduktion af proteiner med et decahistidinmærke (His10) blev E. coli BL21(DE3) transformeret med konstrukter af typen pET19b. En forkultur dyrket natten over blev høstet ved centrifugering, og 1% blev brugt til at inokulere en ekspressionskultur. Celler med pET19mgtB blev dyrket ved 22°C, indtil de nåede en optisk densitet ved 600 nm (OD600) på 0,7. Kulturen blev overført til 17°C og induceret med 100 μM IPTG. Efter 16 h blev kulturen høstet ved centrifugering ved 7.500 × g og 4°C. Cellerne blev resuspenderet i 50 mM fosfatbufferet saltvand (PBS) med 0,3 M NaCl ved pH 7,4 og disruptet ved ultralydsbehandling med en sonotrode med mikrospids af typen S2 på Hielscher ultralydsapparatet UP200St med en cyklus på 0,5 og en amplitude på 75%.
Overproduktionen af decahistidinmærket GtfC blev induceret ved 37°C ved en OD₆₀₀ på 0,6 med 100 μM IPTG. Cellerne blev derefter inkuberet i 4 h, høstet og lyseret som angivet ovenfor for MgtB.
Rå celleekstrakter blev centrifugeret ved 15.000 × g og 4°C for at sedimentere celleresterne. De klarede ekstrakter blev påført 1-ml HisTrap FF Crude-kolonner ved hjælp af et ÄKTAprime Plus-system. Enzymerne blev oprenset i henhold til producentens protokol for gradienteluering af His-mærkede proteiner. Eluerede proteinopløsninger blev dialyseret to gange mod 1.000 volumener 50 mM PBS, pH 7,4, med 0,3 M NaCl ved 4°C. Oprensningen blev analyseret med 12% SDS-PAGE. Proteinkoncentrationen blev bestemt med Bradford-metoden ved hjælp af Roti-Quant. (Rabausch et al. 2013)

Ekstraktion af protein fra E. coli-bakterier med ultralyd
Et lokkeprotein af interesse (i dette tilfælde MTV1 fra Arabidopsis thaliana) fusioneres med et GST-mærke og udtrykkes i BL21 Escherichia coli-celler (E. coli).

Tag én pellet af henholdsvis GST-MTV1 og GST (svarende til 50 ml bakteriekultur), og resuspender hver af dem i 2,5 mL iskold ekstraktionsbuffer.
Brug et ultralydsapparat UP100H (udstyret med en sonotrode med mikrospids af typen MS3 til små volumener på ca. 2–5mL) til at disruptere bakteriecellerne, indtil de er lyseret, hvilket ses ved reduceret uklarhed og øget viskositet. Dette skal udføres på is, og det anbefales at sonikere i intervaller (f.eks. 10 sec sonikering efterfulgt af 10 sec pause på is og så videre). Sørg for ikke at sonikere med for høj intensitet. Hvis der konstateres skumdannelse eller dannelse af et hvidt bundfald, skal intensiteten sænkes.
Overfør opløsningen med lyserede bakterier til 1,5 mL mikrocentrifugerør, og centrifuger ved 4°C og 16.000 x g i 20 min.

Ultralydssonder bruger kræfterne fra akustisk kavitation til at disruptere celler og ekstrahere molekyler og DNA fra E.coli.

Ultralydsapparater med sonde såsom UP400St anvender akustisk kavitation som funktionsprincip til effektiv lysis af E.coli.

Ekspressionsanalyse og oprensning af rekombinant protein ved hjælp af sonikering

Pelleten af E. coli blev sonikeret med Hielscher ultralydsapparatet UP100H. Til dette formål blev cellepelleten resuspenderet i afkølet lysisbuffer (50 mM Tris-HCl pH=7,5, 100 mM NaCl, 5 mM DTT, 1 mM PMSF) og kølet på is i 10 min. Derefter blev cellesuspensionen sonikeret med 10 korte pulser på 10 s efterfulgt af et interval på 30 s til køling. Til sidst blev cellerester fjernet ved ultracentrifugering ved 4°C i 15 min ved 14.000 rpm. For at bekræfte rPR-ekspression blev supernatanten kørt på en 12% polyakrylamidgel og analyseret med SDS-PAGE og Western blotting. Oprensning af rPR blev udført med Ni2+-NTA-resin (Invitrogen, USA) i henhold til producentens vejledning. På dette trin blev der anvendt en oprensningsmetode under native betingelser. Renheden af det oprensede protein blev vurderet ved elektroforese på en 12% polyakrylamidgel og efterfølgende farvning med Coomassie blue. Koncentrationen af oprenset protein blev målt med Micro BCA protein assay kit (PIERCE, USA). (Azarnezhad et al. 2016)

Denne video viser en ultralydskopsonotrode på 200 watt til dispergering, homogenisering, ekstraktion eller afgasning af laboratorieprøver.

Ultralydshomogenisatorer til lysis af E. coli

Hielscher Ultrasonics designer, fremstiller og leverer højtydende ultralydshomogenisatorer til pålidelig og effektiv lysis af E. coli-bakterier og andre celletyper, væv og cellekulturer.
Det brede udvalg af ultralydssonder samt systemer til indirekte sonikering gør det muligt for os at tilbyde dig den ideelle ultralydsvævshomogenisator til din celledisruptions- og ekstraktionsanvendelse.

Design, fremstilling og rådgivning – kvalitet fremstillet i Tyskland

Hielscher ultralydsapparater er velkendte for deres højeste kvalitets- og designstandarder. Intelligent software, en intuitiv menu, programmerbare indstillinger og automatisk datalogning er blot nogle få af funktionerne i Hielscher ultralydsapparater. Robusthed og nem betjening muliggør problemfri integration af vores ultralydsapparater i forsknings- og bioteknologiske faciliteter. Selv barske forhold og krævende miljøer håndteres let af Hielscher ultralydsapparater.

Hielscher Ultrasonics er en ISO-certificeret virksomhed og lægger særlig vægt på højtydende ultralydsapparater med den nyeste teknologi og brugervenlighed. Hielscher ultralydsapparater er naturligvis CE-kompatible og opfylder kravene fra UL, CSA og RoHs.

Tabellen nedenfor giver dig et indtryk af vores ultralydsapparaters omtrentlige behandlingskapacitet:

Batchvolumen	Volumenstrøm	Anbefalede apparater
multibrønds- / mikrotiterplader	n.a.	UIP400MTP
CupHorn til hætteglas eller bægerglas	n.a.	Ultralyds-CupHorn
ultralydsmikroflowreaktor	n.a.	GDmini2
op til 10 hætteglas med 0,5 til 1,5mL	n.a.	VialTweeter
0,5 til 1,5mL	n.a.	VialTweeter
1 til 500mL	10 til 200mL/min	UP100H
10 til 2000mL	20 til 400mL/min	UP200Ht, UP400St
0,1 til 20L	0,2 til 4L/min	UIP2000hdT
10 til 100L	2 til 10L/min	UIP4000
n.a.	10 til 100L/min	UIP16000
n.a.	større	en gruppe af UIP16000

Kontakt os! / Spørg os!

Videoen viser ultralydssystemet UIP400MTP til prøveforberedelse, som muliggør pålidelig prøveforberedelse i alle standardmultibrøndsplader ved hjælp af højintensiv ultralyd. Typiske anvendelser af UIP400MTP omfatter cellelyse, fragmentering af DNA, RNA og kromatin samt proteinekstraktion.

Yderligere protokoller til ultralydslysis af E. coli

Allicinmodificerede proteiner i E. coli ved hjælp af en ultralyds-VialTweeter

Bestemmelse af sulfhydrylindhold med et assay med 5,5′-dithiobis(2-nitrobenzoesyre) (DTNB)
En E. coli MG1655-kultur dyrket natten over blev brugt til at inokulere MOPS-minimalmedium (1:100). Kulturen blev dyrket aerobt, indtil en A600 på 0,4 blev nået. Kulturen blev opdelt i tre 15-ml kulturer til stressbehandling. En ubehandlet kultur fungerede som negativ kontrol. Der blev tilsat henholdsvis 0,79 mM allicin (128 μg ml-1) og 1 mM diamid til hver sin af de resterende to kulturer. Kulturerne blev inkuberet i 15 min. 5 ml af hver kultur blev høstet ved centrifugering (8.525 × g, 4°C, 10 min). Cellerne blev vasket to gange med 1 ml PBS (137 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 10 mM Na2HPO4, 2 mM KH2PO4, pH 7,4, opbevaret anaerobt før brug) og centrifugeret (13.000 × g, 4°C, 10 min). Cellerne blev resuspenderet i lysisbuffer (PBS med 6 mM guanidinium HCl, pH 7,4) før disruption ved 4°C ved ultralydsbehandling (VialTweeter ultralydsapparat, Hielscher GmbH, Tyskland) (3 × 1 min). Cellerester blev pelleteret ved centrifugering (13.000 × g, 4 °C, 15 min). Supernatanten blev overført til en 3,5-ml QS-makrokuvette (10 mm) med en magnetisk rørepind og blandet med 1 ml lysisbuffer. Prøvernes absorbans blev overvåget ved 412 nm med et Jasco V-650-spektrofotometer udstyret med den temperaturstyrede kuvetteholder PSC-718 ved stuetemperatur. Der blev tilsat 100μl af en 3 mM opløsning af dithiobis(2-nitrobenzoesyre). Absorbansen blev overvåget, indtil den nåede mætning. Thiolkoncentrationen blev beregnet ved hjælp af ekstinktionskoefficienten ϵ₄₁₂ = 13.700 M^-1 cm^-1 for thio-2-nitrobenzoesyre (TNB). De cellulære thiolkoncentrationer blev beregnet ud fra et volumen af E. coli-celler på 6,7 × 10^-15 liter og en celletæthed på A600 = 0,5 (svarende til 1 × 10⁸ celler ml^-1 kultur). (Müller et al. 2016)

In vivo-bestemmelse af glutathion ved hjælp af en ultralydscelledisruptor

E.coli MG1655 blev dyrket i MOPS-minimalmedium i et samlet volumen på 200ml, indtil en A600 på 0,5 blev nået. Kulturen blev opdelt i 50-ml kulturer til stressbehandling. Efter 15 min inkubation med 0,79 mM allicin, 1 mM diamid eller dimethylsulfoxid (kontrol) blev cellerne høstet ved 4.000g og 4°C i 10 min. Cellerne blev vasket to gange med KPE-buffer før resuspension af pellets i 700µl KPE-buffer. Til deproteinisering blev der tilsat 300l 10% (w/v) sulfosalicylsyre før disruption af cellerne ved ultralydsbehandling (3 x 1 min; VialTweeter ultralydsapparat). Supernatanter blev opsamlet efter centrifugering (30 min, 13.000g, 4°C). Sulfosalicylsyrekoncentrationerne blev sænket til 1% ved tilsætning af 3 volumener KPE-buffer. Målinger af total glutathion og GSSG blev udført som beskrevet ovenfor. De cellulære glutathionkoncentrationer blev beregnet ud fra et volumen af E. coli-celler på 6,7×10^-15 liter og en celletæthed på A600 0,5 (svarende til 1×10⁸ celler ml^-1 kultur). GSH-koncentrationerne blev beregnet ved at trække 2[GSSG] fra total glutathion. (Müller et al. 2016)

Ekspression af humant mAspAT i E. coli ved hjælp af en ultralydshomogenisator

En enkelt koloni af E. coli BL21 (DE3) med ekspressionsvektoren blev anbragt i 30 mL Luria-Bertani-medium (LB) indeholdende 100μg/mL ampicillin og derefter dyrket ved 37ºC, indtil den optiske densitet (OD₆₀₀) nåede 0,6. Cellerne blev høstet ved centrifugering ved 4.000 × g i 10 min og resuspenderet i 3L frisk LB-medium indeholdende 100μg/mL ampicillin.
Derefter blev proteinekspression induceret med 1 mM isopropyl β-ᴅ-1-thiogalactopyranosid (IPTG) i 20 h ved 16ºC. Cellerne blev høstet ved centrifugering ved 8.000 × g i 15 min og vasket med buffer A (20 mM NaH2PO4, 0,5 M NaCl, pH 7,4). Der blev opnået ca. 45g celler (vådvægt) fra 3 L kultur. Efter centrifugering blev cellepellets resuspenderet i 40 mL (til 1 L kultur) iskold ekstraktionsbuffer A og lyseret ved ultralydsbehandling ved iskold temperatur med Hielscher ultralydscelledisruptoren UP400St. Cellelysatet blev centrifugeret ved 12.000 rpm i 15 min for at adskille opløselige (supernatant) og udfældede (pellet) fraktioner. (Jiang et al. 2015)

Relaterede emner

Værd at vide

E.coli

Escherichia coli (E. coli) er en gramnegativ, fakultativt anaerob, stavformet, coliform bakterie af slægten Escherichia, som almindeligvis findes i den nedre del af tarmen hos varmblodede organismer (endotermer). Der findes et stort antal E. coli-stammer (eller undertyper) med forskellige egenskaber. De fleste E. coli-stammer er uskadelige for mennesker, f.eks. B- og K-12-stammer, som ofte bruges til forskningsformål i laboratorier. Nogle stammer er dog skadelige og kan forårsage alvorlig sygdom.
E. coli spiller en vigtig rolle inden for moderne biologisk ingeniørarbejde og industriel mikrobiologi, da bakterien er nem at manipulere. Almindelige laboratorieanvendelser, som ofte involverer E. coli, omfatter f.eks. fremstilling af rekombinant deoxyribonukleinsyre (DNA) eller anvendelse som modelorganisme.
E. coli er en meget alsidig vært til produktion af heterologe proteiner, og der findes mange forskellige proteinekspressionssystemer til produktion af rekombinante proteiner i E. coli. Ved hjælp af plasmider, som muliggør et højt niveau af proteinekspression, kan gener indføres i bakterierne, hvilket gør det muligt at producere sådanne proteiner i store mængder i industrielle fermenteringsprocesser.
E.coli bruges som cellefabrikker til at producere insulin. Yderligere anvendelser omfatter brug af modificerede E. coli-celler til at udvikle og producere vacciner og immobiliserede enzymer, til at producere biobrændstoffer samt til bioremediering.
Stammen K-12 er en mutantform af E. coli, som overudtrykker enzymet alkalisk fosfatase (ALP). Denne mutation opstår som følge af en defekt i det gen, der konstant koder for enzymet. Hvis et gen producerer et produkt uden nogen hæmning, betegnes dette som konstitutiv aktivitet. Denne specifikke mutantform bruges til isolering og oprensning af ALP-enzymet.
E. coli-bakterier bruges også i vid udstrækning som cellefabrikker. Modificerede mikrober (f.eks. bakterier) og planteceller kan bruges som såkaldte cellefabrikker. Disse genetisk modificerede celler producerer molekyler, kemikalier, polymerer, proteiner og andre stoffer, som f.eks. anvendes i medicinal-, fødevare- og kemikalieindustrien. For at frigive de molekyler, der produceres inde i sådanne bioteknologisk modificerede celler, er ultralydslysis en almindelig metode til at nedbryde cellevæggene og overføre målstofferne til den omgivende væske. Læs mere om lysis af bioteknologisk modificerede celler!

DNA-fragmentering ved ultralydsinduceret forskydning

Ultralydsinducerede forskydningskræfter er en almindeligt anvendt metode til at frigive molekyler, organeller og proteiner fra cellens indre samt til at bryde DNA-strenge i stykker. Akustisk kavitation nedbryder cellevæggene og membranerne for at ekstrahere DNA fra celler og generere fragmenter med en længde på ca. 600 – 800 bp, hvilket er ideelt til analyse.
Klik her for at læse mere om ultralydshomogenisatorer til DNA-fragmentering!

Litteratur / Referencer

Azarnezhad A., Sharifi Z., Seyedabadi R., Hosseini A., Johari B., Sobhani Fard M. (2016): Cloning and Expression of Soluble Recombinant HIV-1 CRF35 Protease-HP Thioredoxin Fusion Protein. Avicenna J Med Biotechnol. 8(4), 2016. 175–181.
Jiang X., Wang J., Chang H.; Zhou Y. (2016): Recombinant expression, purification and crystallographic studies of the mature form of human mitochondrial aspartate aminotransferase. BioScience Trends 2016.
Müller A., Eller J., Albrecht F., Prochnow P., Kuhlmann K., Bandow J.E., Slusarenko A.J., Leichert L.I.O. (2016): Allicin Induces Thiol Stress in Bacteria through S-Allylmercapto Modification of Protein Cysteines. Journal of Biological Chemistry Vol. 291, No. 22, 2016. 11477–11490.
Rabausch U., Juergensen J., Ilmberger N., Böhnke S., Fischer S., Schubach B., Schulte M., Streit W. R. (2013): Functional Screening of Metagenome and Genome Libraries for Detection of Novel Flavonoid-Modifying Enzymes. Applied and Environmental Microbiology 79(15), 2013. 4551–4563.
Sauer M. (2014): MTV1 Pull-down Assay in Arabidopsis. bio-protocol Vol 4, Iss 12, Jun 20, 2014.
Waldminghaus T., Skarstad K. (2010): ChIP on Chip: surprising results are often artifacts. BMC Genomics 11, 2010. 414.

Højtydende ultralyd! Hielschers produktsortiment dækker hele spektret fra det kompakte laboratorieultralydsapparat over bordmodeller til fuldt industrielle ultralydssystemer.

Hielscher Ultrasonics fremstiller højtydende ultralydshomogenisatorer fra laboratoriestørrelse til industriel størrelse.