Lyse ultrasonique de E. Coli
- Les bactéries E. coli sont les bactéries les plus couramment utilisées en microbiologie et en biotechnologie.
- Les broyeurs cellulaires à ultrasons fournissent des résultats fiables et reproductibles pour la lyse d'E. coli.
- Des forces de cavitation et de cisaillement intenses, mais contrôlables avec précision, entraînent une désintégration complète et des rendements d'extraction élevés (protéines, ADN, etc.).
Pourquoi la désintégration cellulaire d'E. coli par ultrasons est-elle la méthode préférée ?
Les homogénéisateurs à ultrasons ou les ultrasons à sonde offrent plusieurs avantages pour la lyse d'E. coli, car les ultrasons intenses détruisent efficacement les parois et les membranes cellulaires. Les ultrasons de type sonde sont largement utilisés pour la lyse d'E. coli pour les raisons suivantes :
L'extraction de protéines à partir de cellules E.coli est réalisée de manière efficace avec le sonde à ultrasons UP200St
L'ultrasoniseur à sonde offre de nombreux avantages pour la lyse d'E. coli. Le contrôle fiable et précis des paramètres du processus ultrasonique permet d'optimiser les paramètres de fonctionnement tels que la puissance, la durée et la manipulation des échantillons afin d'obtenir les résultats souhaités.
Analyses électrophorétiques de l'ADN génomique de E. coli EDL933 soumis à une ultrasonication de 0 à 15 minutes. L indique l'échelle d'ADN.
Perturbation des cellules par cavitation ultrasonique
Les homogénéisateurs à sonde ultrasonique fonctionnent à environ 20 000 cycles par seconde (à 20 kHz) et provoquent une cavitation dans les liquides ou les suspensions. La cavitation acoustique crée des zones microscopiques de pression sous vide et des températures élevées qui déchirent les cellules. Bien que les températures puissent atteindre plusieurs milliers de degrés Celsius, les volumes de cavitation sont si petits qu'ils ne réchauffent pas le processus de manière significative. La cavitation acoustique et les forces de cisaillement générées par les ultrasons perforent ou brisent la membrane cellulaire des cellules bactériennes telles que E.coli. Les appareils à ultrasons Hielscher permettent un contrôle précis des paramètres du processus tels que l'intensité des ultrasons, l'amplitude, l'apport d'énergie et la température. Ainsi, le processus de lyse ultrasonique peut être ajusté de manière optimale au type de cellule, à la culture cellulaire et à l'objectif du processus.
- contrôle précis de la lyse (intensité, amplitude, température)
- des résultats fiables et reproductibles
- adaptation optimale à des échantillons spécifiques
- contrôle de la température
- pour des échantillons très petits à très grands (µL à litres)
- Traitement purement mécanique
- utilisation conviviale et sûre
- une mise à l'échelle linéaire du laboratoire à la production
VialTweeter pour la lyse ultrasonique
Homogénéisateur ultrasonique et autres techniques de lyse
Si la lyse chimique et enzymatique peut être problématique – la lyse chimique peut altérer la structure des protéines et poser des problèmes de purification, et la lyse enzymatique nécessite de longs temps d'incubation et n'est pas reproductible. – La désintégration ultrasonique est une méthode sophistiquée et rapide de désintégration des cellules.
La lyse ultrasonique est basée sur des forces mécaniques uniquement. Aucun produit chimique n'est ajouté, la sonication brise la paroi cellulaire par des forces de cisaillement. La lyse chimique peut altérer la structure des protéines et poser des problèmes de purification. La désintégration enzymatique nécessite de longs temps d'incubation et n'est pas reproductible. La désintégration cellulaire par ultrasons des cellules de la bactérie E.coli est rapide, simple, fiable et reproductible. C'est pourquoi les ultrasons Hielscher sont utilisés dans les laboratoires biologiques et biochimiques du monde entier pour la préparation des échantillons, la pré-analyse, le diagnostic in-vitro et de nombreux essais.
Recommandations générales pour la lyse ultrasonique
La sonication est la technique la plus répandue pour lyser de très petites, moyennes et grandes quantités de suspensions cellulaires. – de pico-litres à 100L/h (en utilisant une cellule de débit à ultrasons). Les cellules sont lysées par le cisaillement du liquide et la cavitation. L'ADN est également cisaillé pendant la sonication, il n'est donc pas nécessaire d'ajouter de la DNase à la suspension cellulaire.
Contrôle de la température pendant la lyse ultrasonique de E.coli
En refroidissant préalablement l'échantillon et en le gardant sur de la glace pendant la sonication, la dégradation thermique de l'échantillon peut être facilement évitée.
Idéalement, les échantillons doivent être maintenus dans la glace pendant la lyse, mais pour la plupart des échantillons, il suffit que la température ne dépasse pas celle de la culture ou de la source de tissu. Il est donc recommandé de conserver la suspension sur de la glace et de la soniquer avec plusieurs impulsions ultrasoniques courtes de 5 à 10 secondes et des pauses de 10 à 30 secondes. Pendant les pauses, la chaleur peut se dissiper afin de rétablir une température basse. Pour les échantillons cellulaires plus importants, divers réacteurs à cellules en flux avec chemises de refroidissement sont disponibles.
Lisez ici les conseils détaillés et les recommandations pour une lyse ultrasonique réussie !
Protocoles pour la préparation ultrasonique de lysats d'E. Coli
Les chercheurs utilisent les homogénéisateurs ultrasoniques Hielscher pour la désintégration des cellules E.coli. Vous trouverez ci-dessous divers protocoles testés et éprouvés pour la lyse d'E.coli à l'aide d'homogénéisateurs ultrasoniques Hielscher pour diverses applications liées à E.coli.
Croissance cellulaire, réticulation et préparation d'extraits cellulaires d'E. coli par ultrasons
Pour la puce ChIP SeqA et ARN polymérase, E. coli MG1655 ou MG1655 ΔseqA a été cultivé à 37°C jusqu'à une OD600 d'environ 0,15 dans 50 ml de LB (+ 0,2 % de glucose) avant d'ajouter 27 μl de formaldéhyde (37 %) par ml de milieu (concentration finale de 1 %). La réticulation a été réalisée sous agitation lente (100 rpm) à température ambiante pendant 20 min, suivie d'une extinction avec 10 ml de glycine 2,5 M (concentration finale 0,5 M). Pour les expériences de choc thermique, E. coli MG1655 a été cultivé dans 65 ml de milieu LB à 30°C jusqu'à une OD600 d'environ 0,3. Ensuite, 30 ml de culture ont été transférés dans un ballon préchauffé à 43°C et le reste a été conservé à 30°C. La réticulation et l'extinction ont été effectuées comme décrit ci-dessus, sauf que les cellules ont été maintenues à 30 ou 43°C pendant 5 minutes avant d'être agitées lentement à température ambiante. Les cellules ont été collectées par centrifugation et lavées deux fois avec du TBS froid (pH7,5). Après remise en suspension dans 1 ml de tampon de lyse (10 mM Tris (pH 8.0), 20% de saccharose, 50 mM NaCl, 10 mM EDTA, 10 mg/ml de lysozyme) et incubation à 37°C pendant 30 min suivie de l'ajout de 4 ml de tampon IP, les cellules ont été soniquées sur de la glace avec 12 fois 30 sec et 30 sec de pause en utilisant le processeur ultrasonique Hielscher UP400St à 100% de puissance. Après centrifugation pendant 10 min à 9000 g, des aliquotes de 800 μl du surnageant ont été conservées à -20°C. (Waldminghaus 2010)
Surproduction et purification d'enzymes à l'aide d'une sonde ultrasonique
Pour la surproduction de protéines marquées à la décahistidine (His10), E. coli BL21(DE3) a été transformé avec des constructions pET19b. Une préculture d'une nuit a été récoltée par centrifugation et 1% a été utilisé pour inoculer une culture d'expression. Les cellules portant pET19mgtB ont été cultivées à 22°C jusqu'à ce que la densité optique à 600 nm (OD600) soit de 0,7. La culture a été transférée à 17°C et induite par 100 μM IPTG. Après 16 h, la culture a été récoltée par centrifugation à 7 500 × g à 4°C. Les cellules ont été remises en suspension dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) 50 mM avec 0,3 M NaCl à pH 7,4 et désagrégées par ultrasons à l'aide d'une sonotrode S2 à micropointe sur l'ultrasonateur Hielscher UP200St à un cycle de 0,5 et une amplitude de 75 %.
La surproduction de GtfC marqué à la décahistidine a été induite à 37°C à une OD600 de 0,6 avec 100 μM d'IPTG. Les cellules ont ensuite été incubées pendant 4 h, récoltées et lysées comme indiqué ci-dessus pour MgtB.
Les extraits cellulaires bruts ont été centrifugés à 15 000 × g et 4 °C pour sédimenter les débris cellulaires. Les extraits clarifiés ont été chargés sur des colonnes HisTrap FF Crude de 1 ml à l’aide d’un système ÄKTAprime Plus. Les enzymes ont été purifiées selon le protocole du fabricant pour l’élution en gradient des protéines marquées His. Les solutions protéiques éluées ont été dialysées deux fois contre 1 000 volumes de 50 mM de PBS, pH 7,4, avec 0,3 M de NaCl à 4 °C. L’épuration a été analysée par 12 % SDS-PAGE. La concentration de protéines a été déterminée par la méthode Bradford à l’aide de Roti-Quant. (Rabausch et al., 2013)
Extraction ultrasonique de protéines à partir de bactéries E. coli
Une protéine appât d'intérêt (dans ce cas, MTV1 d'Arabidopsis thaliana) est fusionnée à une étiquette GST et exprimée dans des cellules d'Escherichia coli BL21 (E. coli).
- Prendre un culot de GST-MTV1 et de GST (correspondant à 50 ml de culture bactérienne) et le remettre en suspension dans 2,5 ml de tampon d'extraction glacé.
- Utiliser un appareil à ultrasons UP100H (équipé d'une micro-pointe-sonotrode MS3 pour les petits volumes d'environ 2 à 5 ml) pour perturber les cellules bactériennes jusqu'à ce qu'elles soient lysées, ce qui est indiqué par une réduction de l'opacité et une augmentation de la viscosité. Cette opération doit être effectuée sur de la glace et il est recommandé d'effectuer la sonication par intervalles (par exemple, sonication de 10 secondes suivie d'une pause de 10 secondes sur de la glace et ainsi de suite). Il faut veiller à ne pas soniquer avec une intensité trop élevée. Si la formation de mousse ou d'un précipité blanc est détectée, l'intensité doit être réduite.
- Transférer la solution de bactéries lysées dans des tubes de microcentrifugation de 1,5 ml et centrifuger à 4°C, 16 000 x g pendant 20 minutes.
Les ultrasons à sonde tels que l'UP400St utilisent le principe de fonctionnement de la cavitation acoustique pour la lyse efficace d'E.coli.
Analyse de l'expression et purification de la protéine recombinante par sonication
Le culot d'E. coli a été sonifié avec l'appareil à ultrasons Hielscher UP100H. À cette fin, le culot cellulaire a été remis en suspension dans un tampon de lyse réfrigéré (50 mM Tris-HCl pH=7,5, 100 mM NaCl, 5 mM DTT, 1 mM PMSF) et refroidi sur de la glace pendant 10 minutes. Ensuite, la suspension cellulaire a été soniquée avec 10 courtes rafales de 10 s suivies d'un intervalle de 30 s pour le refroidissement. Enfin, les débris cellulaires ont été éliminés par ultracentrifugation à 4°C pendant 15 minutes à 14000 rpm. Pour confirmer l'expression de la rPR, le surnageant a été passé sur un gel de polyacrylamide à 12% et analysé par SDS-PAGE et Western blotting. La purification de la rPR a été effectuée à l'aide de la résine Ni2+-NTA (Invitrogen, USA) selon le guide du fabricant. Dans cette étape, la méthode de purification native a été utilisée. La pureté de la protéine purifiée a été évaluée par électrophorèse sur gel de polyacrylamide à 12 % et coloration au bleu de Coomassie. La concentration en protéines purifiées a été mesurée à l'aide du kit de dosage des protéines Micro BCA (PIERCE, USA). (Azarnezhad et al. 2016)
Homogénéisateurs ultrasoniques pour la lyse d'E. coli
Hielscher Ultrasonics conçoit, fabrique et fournit des homogénéisateurs à ultrasons de haute performance pour la lyse fiable et efficace des bactéries E. coli et d'autres types de cellules, de tissus et de cultures cellulaires.
La large gamme de sondes ultrasoniques et de systèmes de sonication indirecte nous permet de vous proposer l'homogénéisateur de tissus à ultrasons idéal pour votre application de désintégration et d'extraction cellulaires.
Conception, fabrication et conseil – Qualité Made in Germany
Les appareils à ultrasons Hielscher sont réputés pour leur qualité et leurs normes de conception les plus élevées. Un logiciel intelligent, un menu intuitif, des réglages programmables et un enregistrement automatique des données ne sont que quelques-unes des caractéristiques des ultrasons Hielscher. La robustesse et la facilité d'utilisation permettent une intégration aisée de nos ultrasons dans les installations de recherche et de biotechnologie. Même les conditions difficiles et les environnements exigeants sont facilement gérés par les ultrasons Hielscher.
Hielscher Ultrasonics est une entreprise certifiée ISO et met l'accent sur les ultrasons de haute performance, dotés d'une technologie de pointe et d'une grande facilité d'utilisation. Bien entendu, les ultrasons Hielscher sont conformes à la norme CE et répondent aux exigences des normes UL, CSA et RoHs.
Le tableau ci-dessous vous donne une indication de la capacité de traitement approximative de nos ultrasons :
| Volume du lot | Débit | Dispositifs recommandés |
|---|---|---|
| plaques multi-puits? microtitres | n.d. | UIP400MTP |
| CupHorn pour flacons ou béchers | n.d. | Cornet à ultrasons |
| réacteur ultrasonique à micro-flux | n.d. | GDmini2 |
| jusqu'à 10 flacons de 0,5 à 1,5 ml | n.d. | VialTweeter |
| 00,5 à 1,5 ml | n.d. | VialTweeter |
| 1 à 500mL | 10 à 200mL/min | UP100H |
| 10 à 2000mL | 20 à 400mL/min | UP200Ht, UP400St |
| 0.1 à 20L | 0.2 à 4L/min | UIP2000hdT |
| 10 à 100L | 2 à 10L/min | UIP4000 |
| n.d. | 10 à 100L/min | UIP16000 |
| n.d. | plus grande | groupe de UIP16000 |
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Protocoles supplémentaires pour la lyse ultrasonique d'E. coli
Protéines modifiées par l'allicine dans E. coli à l'aide d'un flacon ultrasoniqueTweeter
Détermination des teneurs en sulfhydryles par l'essai 5,5′-Dithiobis(acide 2-nitrobenzoïque) (DTNB)
Une culture d'une nuit d'E. coli MG1655 a été utilisée pour inoculer le milieu minimal MOPS (1:100). La culture a été cultivée en aérobiose jusqu'à ce qu'un A600 de 0,4 soit atteint. La culture a été divisée en trois cultures de 15 ml pour le traitement du stress. Une culture non traitée a servi de contrôle négatif. 0,79 mM d'allicine (128 μg ml-1) ou 1 mM de diamide ont été ajoutés à l'une des deux cultures restantes. Les cultures ont été incubées pendant 15 minutes. 5 ml de chaque culture ont été récoltés par centrifugation (8 525 × g, 4°C, 10 min). Les cellules ont été lavées deux fois avec 1 ml de PBS (137 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 10 mM Na2HPO4, 2 mM KH2PO4, pH 7,4, stocké en anaérobiose avant utilisation) et centrifugées (13 000 × g, 4°C, 10 min). Les cellules ont été remises en suspension dans un tampon de lyse (PBS avec 6 mM de chlorhydrate de guanidinium, pH 7,4) avant d'être désintégrées à 4°C par ultrasons (VialTweeter ultrasons, Hielscher GmbH, Allemagne) (3 × 1 min). Les débris cellulaires ont été regroupés par centrifugation (13 000 × g, 4 °C, 15 min). Le surnageant a été transféré dans une cuvette QS-macro de 3,5 ml (10 mm) avec une barre d'agitation magnétique et mélangé avec 1 ml de tampon de lyse. L'extinction des échantillons a été contrôlée à 412 nm avec un spectrophotomètre Jasco V-650 équipé du porte-cuvette à température contrôlée PSC-718 à température ambiante. 100μl d'une solution de 3 mM d'acide dithiobis(2-nitrobenzoïque) ont été ajoutés. L'extinction a été surveillée jusqu'à ce qu'elle atteigne la saturation. Le calcul de la concentration en thiols a été effectué en utilisant le coefficient d'extinction ϵ412 = 13,700 M-1 cm-1 pour l'acide thio-2-nitrobenzoïque (TNB). Les concentrations cellulaires en thiols ont été calculées sur la base d'un volume de cellules E. coli de 6,7 × 10-15 litre et une densité cellulaire de A600 = 0,5 (équivalente à 1 × 108 cellules ml-1 culture). (Müller et al. 2016)
Détermination du glutathion in vivo à l'aide d'un broyeur cellulaire à ultrasons
E.coli MG1655 a été cultivé dans un milieu minimal MOPS dans un volume total de 200 ml jusqu'à ce qu'un A600 de 0,5 soit atteint. La culture a été divisée en cultures de 50 ml pour le traitement de stress. Après 15 minutes d'incubation avec 0,79 mM d'allicine, 1 mM de diamide ou du sulfoxyde de diméthyle (contrôle), les cellules ont été récoltées à 4000g à 4°C pendant 10 minutes. Les cellules ont été lavées deux fois avec du tampon KPE avant la remise en suspension des culots dans 700µl de tampon KPE. Pour la déprotéination, 300l d'acide sulfosalicylique à 10% (w/v) ont été ajoutés avant la dislocation des cellules par ultrasons (3 x 1 min ; VialTweeter ultrasons). Les surnageants ont été recueillis après centrifugation (30 min, 13 000g, 4°C). Les concentrations d'acide sulfosalicylique ont été ramenées à 1 % par l'ajout de 3 volumes de tampon KPE. Les mesures du glutathion total et du GSSG ont été effectuées comme décrit ci-dessus. Les concentrations de glutathion cellulaire ont été calculées sur la base d'un volume de cellules E. coli de 6,7×10-15 litre et une densité cellulaire de A600 0,5 (équivalant à 1×108 cellules ml-1 culture). Les concentrations de GSH ont été calculées en soustrayant le 2[GSSG] du glutathion total. (Müller et al. 2016)
Expression du mAspAT humain dans E. coli à l'aide d'un homogénéisateur ultrasonique
La colonie unique d'E. coli BL21 (DE3) hébergeant le vecteur d'expression dans 30 ml de milieu Luria-Bertani (LB) contenant 100μg/mL d'ampicilline, puis cultivée à 37 ºC jusqu'à ce que la densité optique (OD600) a atteint 0,6. Les cellules ont été récoltées par centrifugation à 4 000 × g pendant 10 min, et remises en suspension dans 3L de milieu LB frais contenant 100μg/mL d'ampicilline.
Ensuite, l'expression des protéines a été induite avec 1 mM d'isopropyl β-ᴅ-1-thiogalactopyranoside (IPTG) pendant 20 h à 16 °C. Les cellules ont été récoltées par centrifugation à 8 000 × g pendant 15 min. Les cellules ont été récoltées par centrifugation à 8 000 × g pendant 15 minutes et lavées avec le tampon A (20 mM NaH2PO4, 0,5 M NaCl, pH 7,4). Environ 45 g (poids humide) de cellules ont été obtenus à partir de 3 L de culture. Après centrifugation, les culots cellulaires ont été remis en suspension dans 40 mL (pour 1 L de culture) de tampon d'extraction A glacé, et lysés par ultrasons à température glacée à l'aide du broyeur cellulaire ultrasonique Hielscher UP400St. La lyse cellulaire a été centrifugée à 12 000 rpm pendant 15 min pour séparer les fractions solubles (surnageant) et les fractions précipitées (culot). (Jiang et al. 2015)
Qu'il faut savoir
E.coli
Escherichia coli (E. coli) est une bactérie coliforme du genre Escherichia, à Gram négatif, anaérobie facultatif, en forme de bâtonnet, que l'on trouve généralement dans l'intestin inférieur des organismes à sang chaud (endothermes). Il existe un grand nombre de souches (ou sous-types) d'E. coli présentant des caractéristiques diverses. La plupart des souches d'E. coli sont inoffensives pour l'homme, par exemple les souches B et K-12 qui sont couramment utilisées pour des applications de recherche en laboratoire. Toutefois, certaines souches sont nocives et peuvent provoquer des maladies graves.
E. coli joue un rôle important dans le génie biologique moderne et la microbiologie industrielle, car cette bactérie est facile à manipuler. Les applications de laboratoire courantes qui impliquent souvent l'utilisation d'E. coli, par exemple pour créer de l'acide désoxyribonucléique (ADN) recombinant ou pour servir d'organisme modèle.
E. coli est un hôte très polyvalent pour la production de protéines hétérologues, et de nombreux systèmes d'expression de protéines sont disponibles pour produire des protéines recombinantes dans E. coli. En utilisant des plasmides qui permettent un niveau élevé d'expression des protéines, les gènes peuvent être introduits dans les bactéries, ce qui permet de produire de telles protéines en grandes quantités dans les processus de fermentation industrielle.
Les E.coli sont utilisés comme usines cellulaires pour produire de l'insuline. D'autres applications comprennent l'utilisation de cellules E. coli modifiées pour développer et produire des vaccins et des enzymes immobilisées, pour produire des biocarburants, ainsi que pour la biorestauration.
La souche K-12 est une forme mutante d'E. coli qui surexprime l'enzyme phosphatase alcaline (ALP). Cette mutation est due à un défaut dans le gène qui code en permanence pour l'enzyme. Si un gène produit un produit sans aucune inhibition, on parle d'activité constitutive. Cette forme mutante spécifique est utilisée pour l'isolement et la purification de l'enzyme ALP.
Les bactéries E. coli sont également largement utilisées comme usines cellulaires. Les microbes (par exemple, les bactéries) et les cellules végétales modifiés peuvent être utilisés comme usines cellulaires. Ces cellules génétiquement modifiées produisent des molécules, des produits chimiques, des polymères, des protéines et d'autres substances, qui sont utilisées par exemple dans l'industrie pharmaceutique, alimentaire et chimique. Afin de libérer les molécules produites à l'intérieur de ces cellules issues de la bio-ingénierie, la lyse ultrasonique est une méthode courante pour perturber les parois cellulaires et transférer les substances cibles dans le liquide environnant. En savoir plus sur la lyse des cellules issues de la biotechnologie !
Cisaillement ultrasonique de l'ADN
Les forces de cisaillement ultrasoniques sont une méthode couramment utilisée pour libérer des molécules, des organites et des protéines de l'intérieur des cellules, ainsi que pour briser des brins d'ADN en morceaux. La cavitation acoustique brise les parois et les membranes cellulaires pour extraire l'ADN des cellules et générer des fragments d'environ 600 – 800 pb, ce qui est idéal pour l'analyse.
Cliquez ici pour en savoir plus sur les homogénéisateurs à ultrasons pour la fragmentation de l'ADN !
Littérature? Références
- Azarnezhad A., Sharifi Z., Seyedabadi R., Hosseini A., Johari B., Sobhani Fard M. (2016): Cloning and Expression of Soluble Recombinant HIV-1 CRF35 Protease-HP Thioredoxin Fusion Protein. Avicenna J Med Biotechnol. 8(4), 2016. 175–181.
- Jiang X., Wang J., Chang H.; Zhou Y. (2016): Recombinant expression, purification and crystallographic studies of the mature form of human mitochondrial aspartate aminotransferase. BioScience Trends 2016.
- Müller A., Eller J., Albrecht F., Prochnow P., Kuhlmann K., Bandow J.E., Slusarenko A.J., Leichert L.I.O. (2016): Allicin Induces Thiol Stress in Bacteria through S-Allylmercapto Modification of Protein Cysteines. Journal of Biological Chemistry Vol. 291, No. 22, 2016. 11477–11490.
- Rabausch U., Juergensen J., Ilmberger N., Böhnke S., Fischer S., Schubach B., Schulte M., Streit W. R. (2013): Functional Screening of Metagenome and Genome Libraries for Detection of Novel Flavonoid-Modifying Enzymes. Applied and Environmental Microbiology 79(15), 2013. 4551–4563.
- Sauer M. (2014): MTV1 Pull-down Assay in Arabidopsis. bio-protocol Vol 4, Iss 12, Jun 20, 2014.
- Waldminghaus T., Skarstad K. (2010): ChIP on Chip: surprising results are often artifacts. BMC Genomics 11, 2010. 414.
Hielscher Ultrasonics fabrique des homogénéisateurs à ultrasons très performants à partir de laboratoires à taille industrielle.