Lisis ultrasónica de E. Coli

Las bacterias E. coli son las más utilizadas en microbiología y biotecnología.
Los disruptores celulares ultrasónicos proporcionan resultados fiables y reproducibles para la lisis de E. coli.
La cavitación y las fuerzas de cizallamiento intensas, pero controlables con precisión, permiten una ruptura completa y altos rendimientos de extracción (p. ej., proteínas, ADN).

¿Por qué es la ruptura celular ultrasónica de E. coli el método preferido?

Los homogeneizadores ultrasónicos o los ultrasonicadores de sonda ofrecen varias ventajas para la lisis de E. coli, ya que los ultrasonidos intensos rompen eficazmente las paredes y membranas celulares. Los ultrasonicadores de sonda se utilizan ampliamente para la lisis de E. coli por los siguientes motivos:

Ruptura eficiente de las paredes celulares: E. coli tiene una pared celular semirrígida compuesta por peptidoglicano, que puede ser difícil de romper mediante métodos de lisis tradicionales. Un ultrasonicador de sonda genera ondas ultrasónicas intensas que crean burbujas de cavitación en el líquido que rodea las células. Cuando estas burbujas colapsan, generan chorros de líquido a alta velocidad y ondas de choque que provocan la ruptura mecánica de las paredes celulares, liberando eficazmente el contenido celular, como las biomoléculas.

Mayor penetración: Las ondas ultrasónicas generadas por la sonda / sonotrodo pueden penetrar profundamente en la muestra, alcanzar un mayor número de células de E. coli y tratarlas de manera uniforme. Esto ayuda a garantizar una lisis más uniforme en toda la muestra, lo que aumenta la eficiencia de la ruptura celular.

Menor tiempo de procesamiento: La energía suministrada por el ultrasonicador de sonda está muy concentrada y localizada, lo que permite una lisis celular rápida y eficiente. En comparación con otros métodos, como la agitación con perlas o la lisis enzimática, la sonicación puede lograr la lisis de E. coli en minutos o incluso segundos. Mientras que muchas técnicas alternativas, como la congelación y descongelación, requieren varias rondas de tratamiento, la lisis ultrasónica abre las células en una sola etapa del proceso.

Control de temperatura: Los ultrasonicadores de última generación están equipados con sensores de temperatura y software inteligente que permite establecer una temperatura máxima del proceso. El ultrasonicador se detiene automáticamente cuando se alcanza el límite de temperatura e inicia el proceso de sonicación cuando se alcanza una temperatura preestablecida. Enfriar las muestras en un baño de hielo es un método sencillo para mantener baja su temperatura y evitar su degradación por el calor.

Escalabilidad: Los ultrasonicadores de sonda están disponibles en diversos tamaños, desde dispositivos de mano hasta modelos industriales a gran escala. Esto permite utilizarlos para procesar pequeños volúmenes en el laboratorio o ampliar la escala para aplicaciones de bioprocesamiento de mayor tamaño, como la producción de vacunas o la biosíntesis de moléculas.

Versatilidad: Los ultrasonicadores pueden utilizarse para diversas aplicaciones además de la lisis celular, como el cizallamiento del ADN, la extracción de proteínas, la homogeneización de tejidos, la dispersión de nanopartículas y la emulsificación. Por tanto, invertir en un ultrasonicador de sonda aporta versatilidad en entornos de investigación o industriales.

Los ultrasonicadores de sonda, como el UP200St, son homogeneizadores de tejidos y disruptores celulares fiables, por lo que se utilizan ampliamente para preparar muestras en genética, por ejemplo, para la lisis de E.coli

La extracción de proteínas de células de E.coli se realiza de forma eficiente con la sonda ultrasónica UP200St

El ultrasonicador de sonda ofrece muchas ventajas para la lisis de E. coli. El control fiable y preciso de los parámetros del proceso ultrasónico permite optimizar parámetros de funcionamiento como la potencia, la duración y la manipulación de las muestras para lograr los resultados deseados.

Este tutorial explica qué tipo de sonicador es el más adecuado para sus tareas de preparación de muestras, como lisis, ruptura celular, aislamiento de proteínas y fragmentación de ADN y ARN en laboratorios, análisis e investigación. Elija el tipo de sonicador ideal para su aplicación, el volumen y el número de muestras y la capacidad de procesamiento de muestras. ¡Hielscher Ultrasonics tiene el homogeneizador ultrasónico ideal para usted!

La fragmentación ultrasónica del ADN se utiliza frecuentemente como etapa de preparación de muestras para la secuenciación de nueva generación (NGS)

Análisis electroforéticos del ADN genómico de E. coli EDL933 sometido a ultrasonicación durante 0 – 15 min. L indica el marcador de tamaños de ADN.
(estudio e imagen: ©Basselet et al. 2008)

Ruptura celular mediante cavitación ultrasónica

Los homogeneizadores ultrasónicos de sonda funcionan a aproximadamente 20.000 ciclos por segundo (a 20 kHz) y provocan cavitación en líquidos o suspensiones. La cavitación acústica crea regiones microscópicas con presiones similares al vacío y temperaturas elevadas que desgarran las células. Aunque las temperaturas pueden alcanzar varios miles de grados Celsius, los volúmenes de cavitación son tan pequeños que no calientan significativamente el proceso. La cavitación acústica y las fuerzas de cizallamiento generadas por los ultrasonidos perforan o rompen la membrana celular de bacterias como E.coli. Los ultrasonicadores Hielscher permiten controlar con precisión parámetros del proceso como la intensidad ultrasónica, la amplitud, el aporte de energía y la temperatura. De este modo, el proceso de lisis ultrasónica puede ajustarse de manera óptima al tipo de célula, al cultivo celular y al objetivo del proceso.

Ventajas de la lisis ultrasónica

control preciso de la lisis (intensidad, amplitud, temperatura)
resultados fiables y reproducibles
adaptación óptima a muestras específicas
control de temperatura
para muestras desde muy pequeñas hasta muy grandes (de µL a litros)
tratamiento puramente mecánico
funcionamiento sencillo y seguro
escalado lineal del laboratorio a la producción

El dispositivo ultrasónico VialTweeter permite preparar simultáneamente hasta 10 viales de muestras en las mismas condiciones de proceso. (¡Haga clic para ampliar!)

VialTweeter para la lisis ultrasónica

Homogeneizador ultrasónico frente a otras técnicas de lisis

Mientras que la lisis química y enzimática pueden resultar problemáticas –puesto que la lisis química puede alterar las estructuras de las proteínas y causar problemas de purificación, y la lisis enzimática requiere tiempos de incubación prolongados y no es reproducible–, la ruptura ultrasónica es un método avanzado y rápido de ruptura celular.
La lisis ultrasónica se basa exclusivamente en fuerzas mecánicas. No se añaden productos químicos; la sonicación rompe la pared celular mediante fuerzas de cizallamiento. La lisis química puede alterar la estructura de las proteínas y causar problemas de purificación. La ruptura enzimática requiere tiempos de incubación prolongados y no es reproducible. La ruptura celular ultrasónica de las bacterias E.coli es rápida, sencilla, fiable y reproducible. Por ello, los ultrasonicadores Hielscher se utilizan en laboratorios de biología y bioquímica de todo el mundo para la preparación de muestras, la preanalítica, el diagnóstico in vitro y numerosos ensayos.

Recomendaciones generales para la lisis ultrasónica

La sonicación es la técnica más utilizada para lisar cantidades muy pequeñas, medianas y grandes de suspensiones celulares –desde picolitros hasta 100 L/hr (utilizando una celda de flujo ultrasónica). Las células se lisan por cizallamiento del líquido y cavitación. El ADN también se fragmenta por cizallamiento durante la sonicación, por lo que no es necesario añadir DNasa a la suspensión celular.

Control de temperatura durante la lisis ultrasónica de E.coli
El enfriamiento previo de la muestra y su mantenimiento sobre hielo durante la sonicación permiten evitar fácilmente su degradación térmica.
Lo ideal es mantener las muestras a temperatura de hielo durante la lisis, pero para la mayoría basta con que la temperatura no supere la del cultivo o del tejido de origen. Por ello, se recomienda mantener la suspensión sobre hielo y sonicar con varios pulsos ultrasónicos breves de 5–10 sec y pausas de 10–30 sec. Durante las pausas, el calor puede disiparse para restablecer una temperatura baja. Para muestras celulares de mayor tamaño, se dispone de diversos reactores de celda de flujo con camisas de refrigeración.
¡Lea aquí consejos y recomendaciones detallados para una lisis ultrasónica satisfactoria!

Protocolos para la preparación ultrasónica de lisados de E. Coli

Los investigadores utilizan homogeneizadores ultrasónicos Hielscher para la ruptura celular de E.coli. A continuación encontrará diversos protocolos ensayados y comprobados para la lisis de E.coli con homogeneizadores ultrasónicos Hielscher en distintas aplicaciones relacionadas con E. coli.

Crecimiento celular, entrecruzamiento y preparación de extractos celulares de E. coli mediante ultrasonidos

Para ChIP-Chip de SeqA y de la ARN polimerasa, se cultivó E. coli MG1655 o MG1655 ΔseqA a 37 °C hasta una OD₆₀₀ de aproximadamente 0,15 en 50 ml de LB (+ 0,2% de glucosa) antes de añadir 27 μl de formaldehído (37%) por ml de medio (concentración final del 1%). El entrecruzamiento se realizó con agitación lenta (100 rpm) a temperatura ambiente durante 20 min, seguido de la detención de la reacción con 10 ml de glicina 2,5 M (concentración final de 0,5 M). Para los experimentos de choque térmico, se cultivó E. coli MG1655 en 65 ml de medio LB a 30 °C hasta una OD₆₀₀ de aproximadamente 0,3. A continuación, se transfirieron 30 ml de cultivo a un matraz precalentado a 43 °C y el resto se mantuvo a 30 °C. El entrecruzamiento y la detención de la reacción se realizaron como se ha descrito anteriormente, salvo que las células se mantuvieron a 30 o 43 °C durante 5 min antes de continuar con la agitación lenta a temperatura ambiente. Las células se recogieron por centrifugación y se lavaron dos veces con TBS frío (pH7.5). Tras resuspenderlas en 1 ml de tampón de lisis (10 mM de Tris (pH 8,0), 20% de sacarosa, 50 mM de NaCl, 10 mM de EDTA, 10 mg/ml de lisozima) e incubarlas a 37 °C durante 30 min, seguido de la adición de 4 ml de tampón IP, se sonicaron sobre hielo con 12 pulsos de 30 sec y pausas de 30 sec utilizando el procesador ultrasónico Hielscher UP400St con un ajuste de potencia del 100%. Tras centrifugar durante 10 min a 9000 g, se almacenaron alícuotas de 800 μl del sobrenadante a -20 °C. (Waldminghaus 2010)

Sobreproducción y purificación de enzimas con una sonda ultrasónica

Para la sobreproducción de proteínas con etiqueta de decahistidina (His10), se transformó E. coli BL21(DE3) con construcciones pET19b. Se recogió por centrifugación un precultivo incubado durante la noche y se utilizó el 1% para inocular un cultivo de expresión. Las células portadoras de pET19mgtB se cultivaron a 22 °C hasta alcanzar una densidad óptica a 600 nm (OD600) de 0,7. El cultivo se trasladó a 17 °C y se indujo con 100 μM de IPTG. Tras 16 h, el cultivo se recogió por centrifugación a 7.500 × g a 4 °C. Las células se resuspendieron en solución salina tamponada con fosfato (PBS) 50 mM con 0,3 M de NaCl a pH 7,4 y se rompieron por ultrasonicación con un sonotrodo de micropunta S2 en el ultrasonicador Hielscher UP200St, con un ciclo de 0,5 y una amplitud del 75%.
La sobreproducción de GtfC con etiqueta de decahistidina se indujo a 37 °C a una OD₆₀₀ de 0,6 con 100 μM de IPTG. A continuación, las células se incubaron durante 4 h, se recogieron y se lisaron como se ha indicado anteriormente para MgtB.
Los extractos celulares crudos se centrifugaron a 15.000 × g y 4 °C para sedimentar los restos celulares. Los extractos clarificados se cargaron en columnas HisTrap FF Crude de 1-ml mediante un sistema ÄKTAprime Plus. Las enzimas se purificaron conforme al protocolo del fabricante para la elución en gradiente de proteínas con etiqueta His. Las soluciones de proteínas eluidas se dializaron dos veces frente a 1.000 volúmenes de PBS 50 mM, pH 7,4, con 0,3 M de NaCl a 4 °C. La purificación se analizó mediante SDS-PAGE al 12%. La concentración de proteína se determinó mediante el método de Bradford utilizando Roti-Quant. (Rabausch et al. 2013)

Extracción ultrasónica de proteínas de bacterias E. coli
Una proteína cebo de interés (en este caso, MTV1 de Arabidopsis thaliana) se fusiona con una etiqueta GST y se expresa en células BL21 de Escherichia coli (E. coli).

Tome un sedimento de GST-MTV1 y otro de GST (correspondientes a 50 ml de cultivo bacteriano) y resuspenda cada uno en 2,5 mL de tampón de extracción enfriado en hielo.
Utilice un ultrasonicador UP100H (equipado con un sonotrodo de micropunta MS3 para pequeños volúmenes de aproximadamente 2–5 mL) para romper las células bacterianas hasta que se lisen, lo que se aprecia por una menor opacidad y una mayor viscosidad. Esto debe realizarse sobre hielo y se recomienda sonicar a intervalos (p. ej., 10 sec de sonicación seguidos de 10 sec de pausa sobre hielo, y así sucesivamente). Debe evitarse la sonicación con una intensidad demasiado elevada. Si se detecta espuma o la formación de un precipitado blanco, es necesario reducir la intensidad.
Transfiera la solución de bacterias lisadas a tubos de microcentrífuga de 1,5 mL y centrifugue a 4 °C y 16.000 x g durante 20 min.

Las sondas ultrasónicas utilizan las fuerzas de la cavitación acústica para romper las células y extraer moléculas y ADN de E.coli.

Los ultrasonicadores de sonda, como el UP400St, utilizan el principio de funcionamiento de la cavitación acústica para la lisis eficiente de E.coli.

Análisis de expresión y purificación de proteínas recombinantes mediante sonicación

El sedimento de E. coli se sonicó con el ultrasonicador Hielscher UP100H. Para ello, el sedimento celular se resuspendió en tampón de lisis frío (50 mM de Tris-HCl pH=7,5, 100 mM de NaCl, 5 mM de DTT, 1 mM de PMSF) y se enfrió sobre hielo durante 10 min. A continuación, la suspensión celular se sonicó con 10 pulsos breves de 10 s, seguidos de intervalos de 30 s para el enfriamiento. Por último, los restos celulares se eliminaron por ultracentrifugación a 4 °C durante 15 min a 14.000 rpm. Para confirmar la expresión de rPR, el sobrenadante se sometió a electroforesis en un gel de poliacrilamida al 12% y se analizó mediante SDS-PAGE y Western blot. La purificación de rPR se realizó utilizando resina Ni2+-NTA (Invitrogen, USA) conforme a las instrucciones del fabricante. En esta etapa se utilizó un método de purificación en condiciones nativas. La pureza de la proteína purificada se evaluó mediante electroforesis en un gel de poliacrilamida al 12% y posterior tinción con azul de Coomassie. La concentración de la proteína purificada se midió con el kit de ensayo de proteínas Micro BCA (PIERCE, USA). (Azarnezhad et al. 2016)

Este vídeo muestra el CupHorn ultrasónico de 200 vatios para dispersar, homogeneizar, extraer o desgasificar muestras de laboratorio.

Homogeneizadores ultrasónicos para la lisis de E. coli

Hielscher Ultrasonics diseña, fabrica y suministra homogeneizadores ultrasónicos de alto rendimiento para la lisis fiable y eficiente de bacterias E. coli y de otros tipos de células, tejidos y cultivos celulares.
La amplia gama de sondas ultrasónicas y sistemas de sonicación indirecta nos permite ofrecerle el homogeneizador ultrasónico de tejidos ideal para su aplicación de ruptura celular y extracción.

Diseño, fabricación y asesoramiento – Calidad fabricada en Alemania

Los ultrasonicadores Hielscher son reconocidos por sus máximos estándares de calidad y diseño. El software inteligente, el menú intuitivo, los ajustes programables y el registro automático de datos son solo algunas de las características de los ultrasonicadores Hielscher. La robustez y la facilidad de uso permiten integrar nuestros ultrasonicadores sin dificultades en instalaciones de investigación y biotecnología. Los ultrasonicadores Hielscher funcionan con facilidad incluso en condiciones adversas y entornos exigentes.

Hielscher Ultrasonics es una empresa con certificación ISO y presta especial atención a los ultrasonicadores de alto rendimiento que incorporan tecnología de última generación y ofrecen facilidad de uso. Por supuesto, los ultrasonicadores Hielscher cumplen la normativa CE y los requisitos de UL, CSA y RoHs.

La siguiente tabla ofrece una orientación sobre la capacidad aproximada de procesamiento de nuestros ultrasonicadores:

Volumen por lote	Caudal	Dispositivos recomendados
placas multipocillo / de microtitulación	n.a.	UIP400MTP
CupHorn para viales o vaso de precipitados	n.a.	CupHorn ultrasónico
microrreactor ultrasónico de flujo	n.a.	GDmini2
hasta 10 viales con 0,5 a 1,5 mL	n.a.	VialTweeter
0,5 a 1,5 mL	n.a.	VialTweeter
1 a 500 mL	10 a 200 mL/min	UP100H
10 a 2000 mL	20 a 400 mL/min	UP200Ht, UP400St
0,1 a 20 L	0,2 a 4 L/min	UIP2000hdT
10 a 100 L	2 a 10 L/min	UIP4000
n.a.	10 a 100 L/min	UIP16000
n.a.	mayor	conjunto de UIP16000

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El vídeo muestra el sistema de preparación ultrasónica de muestras UIP400MTP, que permite preparar muestras de forma fiable en cualquier placa multipocillo estándar mediante ultrasonidos de alta intensidad. Las aplicaciones habituales del UIP400MTP incluyen la lisis celular, el cizallamiento del ADN, el ARN y la cromatina, así como la extracción de proteínas.

Protocolos adicionales para la lisis ultrasónica de E. coli

Proteínas modificadas por alicina en E. coli mediante un VialTweeter ultrasónico

Determinación del contenido de grupos sulfhidrilo mediante el ensayo con ácido 5,5′-ditiobis(2-nitrobenzoico) (DTNB)
Se utilizó un cultivo de E. coli MG1655 incubado durante la noche para inocular medio mínimo MOPS (1:100). El cultivo se desarrolló en condiciones aerobias hasta alcanzar una A600 de 0,4. Se dividió en tres cultivos de 15-ml para el tratamiento de estrés. Un cultivo sin tratar sirvió como control negativo. A cada uno de los dos cultivos restantes se le añadió, respectivamente, 0,79 mM de alicina (128 μg ml-1) o 1 mM de diamida. Los cultivos se incubaron durante 15 min. Se recogieron 5 ml de cada cultivo por centrifugación (8.525 × g, 4 °C, 10 min). Las células se lavaron dos veces con 1 ml de PBS (137 mM de NaCl, 2,7 mM de KCl, 10 mM de Na2HPO4, 2 mM de KH2PO4, pH 7,4, almacenado en condiciones anaerobias antes de su uso) y se centrifugaron (13.000 × g, 4 °C, 10 min). Las células se resuspendieron en tampón de lisis (PBS con 6 mM de HCl de guanidinio, pH 7,4) antes de romperlas a 4 °C mediante ultrasonicación (VialTweeter ultrasonicador, Hielscher GmbH, Alemania) (3 × 1 min). Los restos celulares se sedimentaron por centrifugación (13.000 × g, 4 °C, 15 min). El sobrenadante se transfirió a una cubeta QS-macro de 3,5-ml (10 mm) con una barra de agitación magnética y se mezcló con 1 ml de tampón de lisis. La absorbancia de las muestras se monitorizó a 412 nm con un espectrofotómetro Jasco V-650 equipado con el portacubetas con control de temperatura PSC-718 a temperatura ambiente. Se añadieron 100μl de una solución 3 mM de ácido ditiobis(2-nitrobenzoico). La absorbancia se monitorizó hasta alcanzar la saturación. La concentración de tioles se calculó utilizando el coeficiente de extinción ϵ₄₁₂ = 13.700 M^-1 cm^-1 para el ácido tio-2-nitrobenzoico (TNB). Las concentraciones celulares de tioles se calcularon a partir de un volumen de las células de E. coli de 6,7 × 10^-15 litro y una densidad celular de A600 = 0,5 (equivalente a 1 × 10⁸ células ml^-1 de cultivo). (Müller et al. 2016)

Determinación de glutatión in vivo mediante un disruptor celular ultrasónico

E.coli MG1655 se cultivó en medio mínimo MOPS en un volumen total de 200 ml hasta alcanzar una A600 de 0,5. El cultivo se dividió en cultivos de 50-ml para el tratamiento de estrés. Tras 15 min de incubación con 0,79 mM de alicina, 1 mM de diamida o dimetilsulfóxido (control), las células se recogieron a 4.000 g a 4 °C durante 10 min. Las células se lavaron dos veces con tampón KPE antes de resuspender los sedimentos en 700µl de tampón KPE. Para la desproteinización, se añadieron 300l de ácido sulfosalicílico al 10% (w/v) antes de la ruptura celular mediante ultrasonicación (3 x 1 min; VialTweeter ultrasonicador). Los sobrenadantes se recogieron tras la centrifugación (30 min, 13.000 g, 4 °C). Las concentraciones de ácido sulfosalicílico se redujeron al 1% mediante la adición de 3 volúmenes de tampón KPE. Las mediciones de glutatión total y GSSG se realizaron como se ha descrito anteriormente. Las concentraciones celulares de glutatión se calcularon a partir de un volumen de las células de E. coli de 6,7×10^-15 litro y una densidad celular de A600 0,5 (equivalente a 1×10⁸ células ml^-1 de cultivo). Las concentraciones de GSH se calcularon restando 2[GSSG] del glutatión total. (Müller et al. 2016)

Expresión de mAspAT humana en E. coli mediante un homogeneizador ultrasónico

La colonia individual de E. coli BL21 (DE3) portadora del vector de expresión, en 30 mL de medio Luria-Bertani (LB) con 100μg/mL de ampicilina, se cultivó a continuación a 37ºC hasta que la densidad óptica (OD₆₀₀) alcanzó 0,6. Las células se recogieron por centrifugación a 4.000 × g durante 10 min y se resuspendieron en 3 L de medio LB fresco con 100μg/mL de ampicilina.
Posteriormente, la expresión de proteínas se indujo con 1 mM de isopropil β-ᴅ-1-tiogalactopiranósido (IPTG) durante 20 h a 16ºC. Las células se recogieron por centrifugación a 8.000 × g durante 15 min y se lavaron con tampón A (20 mM de NaH2PO4, 0,5 M de NaCl, pH 7,4). Se obtuvieron aproximadamente 45 g de células (peso húmedo) a partir de 3 L de cultivo. Tras la centrifugación, los sedimentos celulares se resuspendieron en 40 mL (para 1 L de cultivo) de tampón de extracción A enfriado en hielo y se lisaron mediante ultrasonicación a temperatura de hielo utilizando el disruptor celular ultrasónico Hielscher UP400St. El lisado celular se centrifugó a 12.000 rpm durante 15 min para separar las fracciones soluble (sobrenadante) y precipitada (sedimento). (Jiang et al. 2015)

Temas relacionados

Datos de interés

E.coli

Escherichia coli (E. coli) es una bacteria coliforme del género Escherichia, gramnegativa, anaerobia facultativa y con forma de bastón, que se encuentra habitualmente en la parte inferior del intestino de los organismos de sangre caliente (endotermos). Existen numerosas cepas (o subtipos) de E. coli con características diversas. La mayoría son inofensivas para los seres humanos, como las cepas B y K-12, que se utilizan habitualmente en aplicaciones de investigación en laboratorios. Sin embargo, algunas cepas son perjudiciales y pueden causar enfermedades graves.
E. coli desempeña un papel importante en la ingeniería biológica moderna y la microbiología industrial, ya que es una bacteria fácil de manipular. Entre las aplicaciones habituales de laboratorio que suelen utilizar E. coli se encuentran la creación de ácido desoxirribonucleico (ADN) recombinante y su uso como organismo modelo.
E. coli es un hospedador muy versátil para la producción de proteínas heterólogas, y existen numerosos sistemas de expresión de proteínas para producir proteínas recombinantes en E. coli. Mediante plásmidos que permiten altos niveles de expresión de proteínas, pueden introducirse genes en las bacterias, lo que permite producir estas proteínas en grandes cantidades en procesos de fermentación industrial.
E.coli se utiliza como fábrica celular para producir insulina. Otras aplicaciones incluyen el uso de células de E. coli modificadas para desarrollar y producir vacunas y enzimas inmovilizadas, producir biocombustibles y realizar biorremediación.
La cepa K-12 es una forma mutante de E. coli que sobreexpresa la enzima fosfatasa alcalina (ALP). Esta mutación se debe a un defecto en el gen que codifica constantemente la enzima. Si un gen produce un producto sin ninguna inhibición, se habla de actividad constitutiva. Esta forma mutante específica se utiliza para aislar y purificar la enzima ALP.
Las bacterias E. coli también se utilizan ampliamente como fábricas celulares. Los microorganismos modificados mediante ingeniería genética (p. ej., bacterias) y las células vegetales pueden utilizarse como las denominadas fábricas celulares. Estas células modificadas genéticamente producen moléculas, sustancias químicas, polímeros, proteínas y otras sustancias que se utilizan, por ejemplo, en las industrias farmacéutica, alimentaria y química. Para liberar las moléculas producidas en el interior de estas células modificadas mediante bioingeniería, la lisis ultrasónica es un método habitual para romper las paredes celulares y transferir las sustancias de interés al líquido circundante. ¡Lea más sobre la lisis de células modificadas mediante bioingeniería!

Cizallamiento ultrasónico del ADN

Las fuerzas de cizallamiento ultrasónicas se utilizan habitualmente para liberar moléculas, orgánulos y proteínas del interior celular, así como para romper las hebras de ADN en fragmentos. La cavitación acústica rompe las paredes y membranas celulares para extraer ADN de las células y generar fragmentos de aproximadamente 600 – 800 bp de longitud, ideales para el análisis.
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Bibliografía / Referencias

Azarnezhad A., Sharifi Z., Seyedabadi R., Hosseini A., Johari B., Sobhani Fard M. (2016): Cloning and Expression of Soluble Recombinant HIV-1 CRF35 Protease-HP Thioredoxin Fusion Protein. Avicenna J Med Biotechnol. 8(4), 2016. 175–181.
Jiang X., Wang J., Chang H.; Zhou Y. (2016): Recombinant expression, purification and crystallographic studies of the mature form of human mitochondrial aspartate aminotransferase. BioScience Trends 2016.
Müller A., Eller J., Albrecht F., Prochnow P., Kuhlmann K., Bandow J.E., Slusarenko A.J., Leichert L.I.O. (2016): Allicin Induces Thiol Stress in Bacteria through S-Allylmercapto Modification of Protein Cysteines. Journal of Biological Chemistry Vol. 291, No. 22, 2016. 11477–11490.
Rabausch U., Juergensen J., Ilmberger N., Böhnke S., Fischer S., Schubach B., Schulte M., Streit W. R. (2013): Functional Screening of Metagenome and Genome Libraries for Detection of Novel Flavonoid-Modifying Enzymes. Applied and Environmental Microbiology 79(15), 2013. 4551–4563.
Sauer M. (2014): MTV1 Pull-down Assay in Arabidopsis. bio-protocol Vol 4, Iss 12, Jun 20, 2014.
Waldminghaus T., Skarstad K. (2010): ChIP on Chip: surprising results are often artifacts. BMC Genomics 11, 2010. 414.

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