Ekstrakcja beta-glukanów z grzybów za pomocą ultradźwięków

Ekstrakcja beta-glukanów z grzybów do celów laboratoryjnych lub produkcyjnych obejmuje połączenie siekania, mielenia lub kruszenia grzybów, ekstrakcji wspomaganej ultradźwiękami i wytrącania beta-glukanów. Oto uproszczony zarys procesu ekstrakcji beta-glukanu wraz z przykładowymi objętościami i wagami dla eksperymentu na skalę laboratoryjną. Należy pamiętać, że konkretne warunki i pomiary mogą się różnić w zależności od rodzaju grzyba i wymaganej czystości beta-glukanu.

Materiały i sprzęt

• Grzyby (np. 100 g posiekanych lub pokrojonych w plasterki grzybów)
• Zimna woda destylowana (np. 500 ml)
• Blender lub młynek
• Szklane zlewki lub kolby
• Papier filtracyjny lub zestaw do filtracji próżniowej
• Wirówka (opcjonalnie)
• Alkohol (np. etanol) do wytrącania osadów
• Lodówka
• Suszarka

Protokół ekstrakcji beta-glukanu

1. Zmiel lub zmiażdż grzyby (np. Chaga lub Lion’ Mane mushroom) na gruboziarniste cząstki o wielkości ok. 1 do 3 milimetrów. Na przykład użyj 100 g suszonych cząstek grzybów.
2. Następnie dodaj cząstki grzybów do szklanej zlewki lub kolby.
3. Następnie dodaj 500 ml wody destylowanej do zlewki zawierającej cząstki grzybów, które mają zostać wyekstrahowane. Stosunek wody do grzybów może się różnić w zależności od rodzaju grzyba i wielkości cząstek.
4. Po wymieszaniu zawiesiny, poddać mieszaninę działaniu ultradźwięków za pomocą ultradźwiękowego homogenizatora laboratoryjnego (np. UP400St z sonotrodą 22 mm przy 100% amplitudzie lub UP200Ht z sonotrodą 14 mm przy 100% amplitudzie) i utrzymywać temperaturę poniżej 90°C. Niższe temperatury pomagają zachować związki wrażliwe na ciepło, takie jak beta-glukany podczas ekstrakcji. Sonikacja przez około 5 do 10 minut w przypadku korzystania z UP400St i przez 10 do minut w przypadku korzystania z UP200Ht, odpowiednio. Należy pamiętać, że temperatura i czas ekstrakcji mogą się różnić w zależności od zastosowanej mocy ultradźwiękowej. Oczywiście większe objętości będą wymagały dłuższego czasu sonikacji.
5. Przefiltruj sonikowaną mieszaninę przez bibułę filtracyjną lub użyj zestawu do filtracji próżniowej, aby oddzielić ciecz (zawierającą wyekstrahowane beta-glukany) od stałych pozostałości grzybów.
6. Następnie wytrącić beta-glukany z cieczy poprzez dodanie alkoholu (np. etanolu). Zazwyczaj do wytrącenia można użyć 2-3 objętości alkoholu.
7. Następnie należy przechowywać mieszaninę w lodówce przez kilka godzin, aby umożliwić wytrącenie się beta-glukanów.
8. Po wytrąceniu można ostrożnie zdekantować ciecz i zebrać osad beta-glukanu.
9. Na koniec wysusz beta-glukany w piekarniku w niskiej temperaturze (np. 40-50°C), aż do usunięcia całego alkoholu i uzyskania suchego proszku.

Grzyby wykazują różnice w swoich właściwościach. W związku z tym proces ekstrakcji beta-glukanu może się różnić w zależności od takich czynników, jak konkretny gatunek grzybów, stan grzybów (suszone lub świeże), wielkość cząstek i temperatura ekstrakcji. Aby zoptymalizować procedurę ekstrakcji, należy rozważyć eksperymentowanie z różnymi parametrami, w tym z różnymi stosunkami ciał stałych do cieczy, dostosowywaniem temperatur, badaniem różnych rozpuszczalników i testowaniem różnych czasów trwania sonikacji i ustawień amplitudy.

Ultradźwiękowo wspomagana ekstrakcja enzymatyczna beta-glukanu

Ekstrakcja enzymatyczna wspomagana ultradźwiękami jest metodą stosowaną do ekstrakcji beta-glukanów z grzybów przy użyciu kombinacji enzymów i fal ultradźwiękowych. Proces ten zwiększa wydajność ekstrakcji poprzez rozbijanie ścian komórkowych grzybów i ułatwianie uwalniania beta-glukanów.

Zwiększenie skali ekstrakcji beta-glukanu z grzybów

Po ustaleniu protokołu ekstrakcji beta-glukanu, który spełnia Twoje wymagania, skalowanie procesu ekstrakcji może być prostym przedsięwzięciem.

Skalowanie ekstrakcji wsadowej

Jeśli planujesz zwiększyć skalę przy użyciu metody ekstrakcji wsadowej, zalecamy zwiększenie objętości wsadu przy jednoczesnym utrzymaniu stosunku ciała stałego do cieczy i wszystkich innych parametrów na stałym poziomie. Jeśli nadal używasz tego samego homogenizatora ultradźwiękowego, pamiętaj o proporcjonalnym wydłużeniu czasu sonikacji. W przypadku partii przekraczających 1 litr warto rozważyć zastosowanie powolnego mieszadła w celu utrzymania zawiesiny cząstek i poprawy jednorodności ekstrakcji. Poniższy rysunek przedstawia 8-litrowy zestaw do ekstrakcji wsadowej wykorzystujący homogenizator ultradźwiękowy UP400St w połączeniu z mieszadłem laboratoryjnym.

Ekstrakcja grzybów na linii produkcyjnej

Dla osób zainteresowanych ciągłą ekstrakcją większych ilości beta-glukanów z grzybów, firma Hielscher Ultrasonics oferuje reaktory przepływowe przeznaczone do ekstrakcji materiałów botanicznych. Jeśli dotyczy to Ciebie, zachęcamy do skontaktowania się z nami bezpośrednio, aby uzyskać więcej informacji. Nasz zespół techniczny chętnie pomoże w określeniu najbardziej odpowiedniej konfiguracji dla konkretnych potrzeb. Jednak przeprowadzenie wspomnianego wcześniej eksperymentu w skali laboratoryjnej z konkretnym gatunkiem grzybów może być nieocenione w zrozumieniu dokładnych wymagań procesu. Poniższy obraz przedstawia duży reaktor przepływowy z homogenizatorem ultradźwiękowym UIP4000hdT do ekstrakcji beta-glukanów przy około 50 do 200 litrach zawiesiny grzybowo-rozpuszczalnikowej na godzinę.

Empiryczne stężenie beta-glukanu w gatunkach grzybów

Poniżej znajduje się lista empirycznych stężeń beta-glukanu, który został wyekstrahowany z różnych gatunków grzybów.

Gatunki grzybów	Całkowity 1,3-1,6-β-D-glukan (g/100g suchej masy)
Borowik szlachetny	9,8%
Suillus granulatus	13,3%
Craterellus cornucopioides	4,5%
Suillus variegatus	13,7%
Hydnum repandum	4,1%
Gyroporus cyanescens	14,3%
Tricholomopsis rutilans	10,2%
Agaricus bisporus (portobello)	4%
Agaricus bisporus (cremini)	4%
Auricularia auricular-judae	16,8%

Zawartość 1,3-1,6-β-D-glukanu w analizowanych dziko rosnących i uprawianych grzybach, Źródło: Mirończuk-Chodakowska et al. (2017): Ocena ilościowa zawartości 1,3-1,6-Β-D-glukanu w dziko rosnących gatunkach polskich grzybów jadalnych. Rocz Panstw Zakl Hig 2017;68(3):281-290.